暨南大学药理学实验教程中英文版

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1、药理学实验教程（中、英文版）主编 叶春玲 钟玲 暨南大学药学院药理教研室 2007年5月药理学实验教程目 录第一篇 药理学实验基本知识第一章 药理学实验须知一、药理学实验课的目的和要求二、实验结果的整理和实验报告的撰写第二章 药理学实验设计的基本知识一、实验设计的基本原则二、药理实验设计中的剂量问题三、药理实验设计中的预试问题第三章 药理学实验的统计处理原则一、计量资料的统计分析二、计数资料的统计分析三、药效和剂量依赖关系（相关性）的统计分析四、两药药效的等效性分析第四章 常用实验动物的基本操作一、实验动物的选择及捉拿固定二、实验动物的编号三、实验动物的给药方法四、实验动物的麻醉和取血第五章

2、药理学实验常用仪器操作技术BL-410生物机能实验系统第六章 药物剂型与处方学一、药物剂型二、处方学第二篇 药理学总论实验第一章 药动学实验实验一 磺胺类药物静脉给药后的药时曲线实验二 磺胺类药物非血管内给药后的药时曲线实验三 3P87 计算药物动力学参数实验四 磺胺类药物在体内的分布实验五 磺胺嘧啶的血浆蛋白结合率测定实验六 磺胺类药物在麻醉大鼠体内经胆汁和尿排泄的实验第二章 药效学总论实验实验一 不同给药途径对药物作用的影响实验二 肝功能状态对药物作用的影响实验三 量效关系曲线和有关药效学参数测定第三章 安全性试验实验一 药物急性半数致死量（LD50）的测定实验二 最大耐受量（MTD）测定

3、第三篇 药理学各论实验第一章 传出神经系统药物实验实验一 药物对麻醉动物血压的影响实验二 药物对麻醉动物血流动力学的影响实验三 药物对离体兔主动脉环的作用第二章 中枢神经系统药物实验实验一 药物对小鼠自发活动的影响实验二 药物对益智作用的影响实验三 抗癫痫药和抗惊厥实验实验四 镇痛药实验第三章 心血管系统药物实验实验一 利多卡因对哇巴因诱发心律失常的拮抗作用实验二 强心苷对家兔在体衰竭心脏的作用实验三 药物对垂体后叶素所致的急性心肌缺血心电图变化的影响第四章 内脏系统药物实验实验一 呋塞米对小鼠尿量及电解质的影响实验二 药物对组胺诱发豚鼠哮喘的作用实验三 药物对大鼠的利胆作用第五章 激素类及抗

4、炎药物实验实验一 糖皮质激素对毛细血管通透性的影响实验二 糖皮质激素对单核巨噬细胞吞噬功能的影响实验三 抗炎药物对大鼠足跖肿胀的影响第四篇 实际应用能力训练第一章 设计性实验第二章 病历讨论附录一、常用动物离体实验的生理溶液二、动物实验常用麻醉药的用法与用量三、不同动物采血部位与采血量的关系四、常用实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量五、不同种属动物单位体重（kg）剂量折算系数六、动物常用正常数据七、成年动物的年龄、体重和寿命比较第一篇 药理学实验基本知识第一章 药理学实验须知一、药理学实验课的目的和要求1目的药理学实验课的目的在于通过实验，使学生掌握药理学实验的基本方法，了解获得药理学知

5、识的科学途径，验证药理学中的重要理论，更牢固地掌握药理学的基本概念和基本知识。药理学实验课更高层次的目的是在于培养学生的能力，实验课是培养学生发现问题、分析问题和解决问题的重要课程。几乎所有药理学知识都是通过实验有目的的科学实验而得到的。我们上实验课，就是要了解我们的前辈科学家们是怎样提出问题、分析问题并最终设计出科学的实验来验证或解决问题。也就是说，我们上实验课的目的是教会学生一种方法，一种科学的方法，一种获取知识的新手段。能否通过实验课培养学生的发现问题、分析问题和解决问题的能力，是我们实验课成败的关键，对学生来说，能否通过实验课培养自已严肃认真和实事求是的科学态度，使自已具有初步的科研能

6、力，是医学生能否成才的关键问题。2要求为达到上述目的，实验课学生必须做到下列几项：2.1实验前 仔细阅读实验指导，了解实验目的、要求、方法和操作步骤，领会其设计原理。 对实验中所用的药物，要了解其药理作用，并明白该药在本实验中的意义，预测给动物用药后可能出现的情况。 结合实验内容，复习有关药理学和生理学等方面的理论知识。2.2实验时 将实验器材妥善安排，正确装置。 严格按照实验指导上的步骤进行操作，准确计算药量，防止出现意外差错。 认真、细致地观察实验过程中出现的现象，准确记录药物反应的出现时间、表现及发展进程。联系课堂讲授内容进行思考。 注意节约实验材料。2.3实验后 及时整理实验结果，保存

7、好原始记录，并写出实验报告。 清洁实验器材，保持室内卫生，存活或死亡的动物分送至指定地点。二、实验结果的整理和实验报告的撰写整理实验结果和撰写实验报告，是培养学生观察能力和分析综合能力的重要方法，对自己所完成的实验进行科学总结，是实验课的最重要的目的之一。通过认真地、科学地总结，可使我们把实验过程中获得的感性认识提高到理性认识，明确该实验已证明的问题及已取得的成果。实验中尚未解决的问题或发现的新问题，以及实验设计中或操作中的优缺点等等，这些十分重要。实验报告反映了学生的实验水平及理论水平。实验报告也是向他人提供研究经验及供本人日后查阅的重要资料，可以为毕业后开展科研工作打下良好的基础。因此，应

8、该充分认识到在校学习期间学会做这一项科学研究工作中关键性工序的重要性。1实验结果的整理实验结束以后应对原始记录进行整理和分析。药理实验结果有测量资料（如血压值、心率数、瞳孔大小、体温变化、生化测定数据和作用时间等。计数资料（如阳性反应或阴性反应、死亡或存活数等）、描记曲线、心电图、脑电图、照片和现象记录等。凡属测量资料和计数资料，均应以恰当的单位和准确的数值作定量的表示，不能笼统提示。必要时应作统计处理，以保证结论有较大的可靠性，尽可能将有关数据列成表格或绘制统计图，使主要结果有重点地表达出来，以便阅读、比较和分析。作表格时，要设计出最能反映动物变化的记录表，记录单个动物的表现时，一般将观察项

9、目列在表内左侧，由上而下逐项填写，而将实验中出现的变化，按照时间顺序，由左至右逐格填写。将多个或多组动物实验结果统计时，一般将动物分组的组别列于表左，而将观察记录逐项列于表右。绘图时，应在纵轴和横轴上画出数值刻度，表明单位。一般以纵轴表示反应强度，横轴表示时间或药物剂量，并在图的下方注明实验条件。如果不是连续性变化，也可用柱形图表示。凡有曲线记录的实验，应及时在曲线图上标注说明，包括实验题目，实验动物的种类、性别、体重、给药量和其他实验条件等。对较长的曲线记录，可选取有典型变化的段落，剪下后粘贴保存。这里需要注意的是必须以绝对客观的态度来进行裁剪工作，不论预期内的结果或预期外的结果，均应一律留

10、样。2实验报告的写作每次实验后应写好报告，交负责教师批阅。实验报告要求结构完整、条理分明、用词规范、详略得宜、措辞注意科学性和逻辑性。一般包括下列内容：2.1实验题目 实验题目一般应包括实验药物、实验动物、实验主要内容等。如“心得安对麻醉犬的降压作用分析”，“普鲁卡因肌注对小鼠局麻作用及中毒抢救”，“奎尼丁抗电诱发的蛙心心律失常的作用”等。2.2实验目的 说明本次实验的目的。2.3实验方法 当完全按照实验指导上的步骤进行时，也可不再重述，如果实验方法临时有所变动，或者发生操作技术方面的问题，影响观察的可靠性时，应作简要说明。2.4实验结果 实验结果是实验报告中最重要的部分，需绝对保证其真实性。

11、应随时将实验中观察到的现象在草稿本上记录，实验告一段落后立即进行整理，不可单凭记忆或搁置了长时间后再作整理，否则易致遗漏或差错。实验报告上一般只列经过归纳、整理的结果。但原始记录应予保存备查。2.5讨论 讨论应针对实验中所观察到的现象与结果，联系课堂讲授的理论知识，进行分析和讨论。不能离开实验结果去空谈理论。要判断实验结果是否为预期的。如果属于非预期的，则应该分析其可能原因。讨论的描述一般是：首先描述在实验中所观察到的现象，然后对此现象提出自己的看法或推论，最后参照教科书和文献资料对出现这些现象的机制进行分析，如实验观察到用药后动物出现了什么现象，提示了该药可能具有什么药理作用，文献曾报道该药

12、可对什么受体有作用。因此，可初步推测该药的这种药理作用可能与其作用于什么受体有关。2.6结论 实验结论是从实验结果归纳出来的概括性判断，也就是对本实验所能说明的问题、验证的概念或理论的简要总结。不必再在结论中重述具体结果。未获证据的理论分析不能写入结论。 第二章 药理学实验设计的基本知识一 实验设计的基本原则药理学研究的目的是通过动物实验来认识药物作用的特点和规律，为开发新药和评价药物提供科学依据。由于生物学研究普遍存在的个体差异，要取得精确可靠的实验结论必须进行科学的实验设计，因此必须遵循以下基本原则。1 重复“重复”包括两方面的内容，即良好的重复稳定性（或称重现性）和足够的重复数，两者含意

13、不同又紧密联系。有了足够的重复数才会取得较高的重现性，为了得到统计学所要求的重现性，必须选择相应的适当的重复数。统计学中的显著性检验规定的P0.05及P0.01反映了重现性的高低；“P”表示不能重现的概率。在已达到良好的重现性的条件下，如果P值相同，重复数越多的实验，其价值越小。它说明实验误差波动太大，或是两药的均数相差太小。前者提示实验方法应予改进，后者提示两药药效的差别没有临床意义。可见，靠增加实验例数来提高重现性是有一定限度的。1.1 实验重复数的质量除了重复数的数量问题外,还应重视重复数的质量问题。要尽量采用精密、准确的实验方法，以减少实验误差。同时应保证每次重复都是在同等情况下进行。

14、即实验时间、地点、条件，动物品系、批次，药品厂商、批号，临床病情的构成比或动物病理模型的轻重分布应当相同。质量不高的重复，不仅浪费人力和物力，有时还会导致错误的结论。1.2 药理实验设计中的例数问题实验结论的重现性与可靠性同实验例数有关，实验质量越高、误差越小，所需例数越少，但最少也不能少于“基本例数”。实验动物的基本例数（1）小动物（小鼠、大鼠、鱼、蛙）: 计量资料每组10例，计数资料每组30例。（2）中动物（兔、豚鼠）: 计量资料每组6例，计数资料每组20例。（3）大动物（犬、猫、猴、羊）: 计量计数资料每组5例，计数资料每组10例。2 随机“随机”指每个实验对象在接受处理（用药、化验、分

15、组、抽样等等）时，都有相等的机会，随机遇而定。随机可减轻主观因素的干扰，减少或避免偏性误差，是实验设计中的重要原则之一。随机抽样的方案有以下几种:2.1 单纯随机所有个体（病人或动物）完全按随机原则（随机数字表或抽签）抽样分配。本法虽然做到绝对随机，但在例数不多时，往往难以保证各组中性别、年龄、病情轻重等的构成比基本一致，在药理实验中较少应用。2.2 均衡随机又称分层随机。首先将易于控制且对实验影响较大的因素作为分层指标，人为地使各组在这些指标上达到均衡一致。再按随机原则将各个体分配到各组。使各组在性别、年龄、病情轻重等的构成比上基本一致。该法在药理学实验中常用，如先将同一批次动物（种属、年龄

16、相同）按性别分为2大组，雌雄动物总数应当相同（雌雄各半）。每大组动物再分别按体重分笼，先从体重轻的笼中逐一抓取动物，按循环分组发分别放入各组的笼中，待该体重动物分配完毕后，从体重次轻的笼中继续抓取动物分组， 直至体重最重的笼中动物分配完毕。2.3 均衡顺序随机该法主要用于临床或动物病理模型的抽样分组。即对病情、性别、年龄等重要因素进行均衡处理，其他次要因素则仅作记录，不作分组依据。先根据主要因素画一个分层表，然后根据病人就诊顺序依次按均衡的层次交替进行分组。例如准备将病情及性别加以均衡的临床试验分组情况见下表(病人总数22人)，最后分组结果达到在病情及性别基本均衡。均衡顺序随机分组表Balan

17、ce ordering random grouping均衡层次 开始组别 按就诊顺序分层交替分为A,B组 共计TotalBalance degree Group No.1 Grouped alternately as clinical ordering to A and B A B病重 男（M） A 1A,2B,3A,4B,5A,6B,11A,13B 4 4Bad 女（F） B 7B,15A,16B,17A,18B 2 3病轻 男（M） B 8B,9A,10B,19A,20B,22A 3 3Mild 女（F） A 12A,14B,21A 2 13 对照“对照”是比较的基础，没有对照就没有比较，

18、没有鉴别。对照组的类型很多，将在后面加以介绍。对照应符合“齐同可比”的原则，除了要研究的因素（如用药）外，对照组的其他一切条件应与给药组完全相同，才具有可比性。3.1 分组的类型3.1.1 阴性对照组 即不含研究中处理因素（用药）的对照，应产生阴性结果。（1）空白对照 不给任何处理的对照，多用于给药前后对比，两组对比时较为少用。（2）假处理对照 经过除用药外的其它一切相同处理（麻醉、注射、手术等），所用注射液体在pH、渗透压、溶媒等均与用药组相同，可比性好，两组对比时常用。（3）安慰剂对照 用于临床研究，采用外形、气味相同，但不含主药（改用乳糖或淀粉）的制剂作对照组药物，以排除病人的心理因素的

19、影响。3.1.2 阳性对照组 采用已肯定疗效的药物作为对照，应产生阳性结果。如果没有阳性结果出现，说明实验方法有待改进。（1）标准品对照 采用标准药物或典型药物作为对照，以提供对比标准，便于评定药物效价。（2）弱阳性对照 采用疗效不够理想的传统疗法或老药作为对照，可代替安慰剂使用。3.1.3 实验用药组（1）不同剂量 可阐明量效关系，证明疗效确由药物引起；还可避免因剂量选择不当而错误淘汰有价值的新药。一般采用35个剂量组，离体平滑肌实验组间剂量比为10，整体脏器活动为3.16或2, 整体效应为1.78或1.41。（2）不同制剂 将提取的各种有效组分、不同提取部分或不同方式提取的产物，同时进行药

20、效对比，以了解哪种最为有效。（3）不同组合 用于分析药物间的相互作用，多采用正交设计法安排组合方式。3.2 对比的性质3.2.1 自身对比 又称同体对比、前后对比，为同一个体用药前后、或身体左右侧用药的对比。可大幅度较少个体差异，但要注意前后两次机体状况是否有自然变异。3.2.2 配对对比 采用同种、同窝、同性别、同体重的动物，一一配对。可减实验误差，提高实验效率，但要注意不可滥用。3.2.3 组间对比 药理实验中应用最广的对比。注意非用药因素要尽可能一致，以减少误差。下面几种对比是对比的特殊情况。3.2.4 交叉对比 同一个体前后两次分别接受甲乙两药治疗。一组动物先用甲药，后用乙药，另一组动

21、物先用乙药，后用甲药。两次用药期间可根据实验性质休息一定时间，以避免前药对后药的影响。动物实验或临床研究中均可应用，主要适用于病程较长的疾病或病理模型。3.2.5 历史对比 利用个人既往经验、过去的病历记录或历史文献资料作为对比。可比性差，除癌症、狂犬病等难治疾病外，最好不用。3.2.6 双盲对比 主要用于临床研究，可减少医师和病人两方面的心理因素影响。实验中病人和观察病情的医师都不知道谁是用药组，谁是对照组。只有主持研究者保留名单，以决定具体治疗措施和分析实验结果。为新药临床研究中必不可少的方法之一。二 药理实验设计中的剂量问题1 安全剂量的探索首先用小鼠作急性毒性实验, 求出最大耐受量(或

22、LD1)。 然后按等效剂量的直接折算法计算出实验中所用动物的最大耐受量；取其1/31/5作为较安全的试用量。2 剂量递增方案对于非致死性毒性反应较明显的药物，可先采用较小的剂量（例如LD1的1/50）作预试，以策安全。试用后如未出现药效，也无任何不良反应，可将药物剂量递增。每次增幅由100递减至30左右，直至出现明显药效或产生明显不良反应。具体方案见下表：剂量递增表The Increasing of dosage实验次数（Experiment No） 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12剂量倍数（Dosage Times） 1 2 3.3 5 7 9 12 16 21 28 3

23、8 503 不同种属动物间的剂量换算对于文献中有在其它种属动物使用剂量的药物, 可通过剂量换算过渡到实验需用动物上来。以往常用的标准动物的等效剂量折算系数法，简便适用，但不宜用于体重不标准的动物。不同种属标准体重动物整体（只）剂量折算倍数KTimes（K）of Dosage Conversion Between Various Standard Weight Animals动物种属 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 猫 猴 犬 人Animal sorts mouse rat cavy rabbit cat monkey dog human小鼠mouse（20g） 1 7.0 12.25 27.8 29.7

24、 64.0 124 388大鼠rat（200g） 0.14 1 1.74 3.9 4.2 9.2 17.8 56.0豚鼠cavy（400g) 0.08 0.57 1 2.25 2.4 5.2 9.2 31.5兔rabbit（1.5kg） 0.04 0.25 0.44 1 1.08 2.4 4.5 14.2猫cat（2.0kg） 0.03 0.23 0.41 0.92 1 2.2 4.1 13.0猴monkey（4.0kg） 0.016 0.11 0.19 0.42 0.45 1 1.9 6.1犬dog（12kg） 0.008 0.06 0.10 0.22 0.23 0.52 1 3.1人hum

25、an（70kg） 0.0025 0.018 0.031 0.07 0.078 0.16 0.32 1整体动物剂量（Dosage of a whole animal）： DB DAKB/KA现介绍一种对任何体重动物都适用的“等效剂量直接折算法”：后面的表列出了不同动物的公斤体重剂量折算的有关系数和标准体重整体剂量折算倍数，供计算时使用。不同种属动物单位体重（kg）剂量折算系数动物种属 小鼠 大鼠 豚鼠 兔 猫 猴 犬 人剂量折算系数K 1 0.71 0.62 0.37 0.30 0.32 0.21 0.11动物体型系数R 0.059 0.09 0.099 0.093 0.082 0.111 0.

26、104 0.1标准体重(kg) 0.02 0.2 0.4 1.5 2 4 12 70标准体重动物： DB DAKBKA非标准体重动物： DB DARBRA（WAWB）13三 药理实验设计中的预试问题在正式实验前应充分重视预实验的重要性，它可大大提高实验的效率，避免盲目性。通过预试应建立并改进实验方法、选择最佳实验对象、条件及指标。通过预试应对于干扰实验的因素有明确的了解。通过预试应尽可能提高实验的稳定性和灵敏性。1 实验的稳定性及其选择实验稳定性通常可用同一样本重复实验结果的变异系数CV表示：CVSD / X实验变异系数小于0.05表示稳定性好, 大于0.2 则表示波动太大, 需改进实验方法。

27、药理实验中可利用CV的测定选择适当的动物模型。2 实验的灵敏性及其选择用药剂量稍有变化，反应强度即出现明显差异，说明灵敏度较高。灵敏度可用因变系数C.C.表示：C.C.|（R1R2）/（log D1log D2）|式中R1、R2为反应强度，D1、D2为相应的药物剂量。药理实验中可利用CV和C.C.的测定选择最佳的实验动物、实验脏器或实验条件。3 预试的任务及预试结果的意义预试中应有计划地查明与保证正式实验成功有关的各种重要信息, 如: 动物品种、脏器类型、实验条件、实验方法、药物用量、观察指标等等。用于预试所得数据是在逐步改进的过程中陆续收集的，时间差异较大，一般不宜将预试结果并入正式实验结果

28、。通过预备实验，可拟出实验记录的内容，以保证正式实验能有条理、按顺序进行，不致遗漏重要的观察项目，便于对结果进行统计分析。实验记录一般包括以下内容（1）实验标本的条件 如动物的种类、来源、体重、性别、编号等。（2）实验药物的情况 如药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径等。 （3）实验的环境条件 如实验日期、时间、温度、湿度等。 （4）实验进度、步骤及方法的详细记录。 （5）观察指标的变化情况 包括原始记录和相关描记图纸或照片。 （6）资料整理、数据统计分析及其结果。 （7）实验中存在的问题、改进措施，需要进一步探讨的问题。 每次实验都必须随时记录，每一阶段结束时，都要对及时进行分析结果

29、、整理数据，并画出必要的统计图表，作出结论，写出报告。 第三章 药理学实验的统计处理原则一 计量资料的统计分析计量资料，又称量反应资料，是对每个观察对象测量某项指标的数值大小所得的资料，如动物的体重、血压、心率、尿量、平滑肌收缩幅度，等等；其内涵的信息比计数资料丰富，是药效统计分析中最常用的资料类型。 1 总则（1）一般用检验或方差分析法检验。（2）应写出各组均值、标准差及例数。（3）不用标准误，必要时可用95可信限。统计处理之前注意点：（1）有无应舍数据：数据在X3 SD之外者可考虑舍弃。（2）有无方差不齐：可用方差齐性检验，如两组的标准差相差一倍以上时，不必检验即可判断为方差不齐。（3）有

30、无明显偏态：可用正态性D检验，如均数两侧例数之差大于2时，不必检验即可判断为明显偏态。（4）有无不定值：有30等不定值的资料时, 不宜用均数作检验,可改用中位数表达,作Mann-Whitney秩和检验,等级和检验, 或序值法检验。（5）有无时序关系：有用药前及用药后（包括各时间）的资料，应以各组用药前后的变化值或变化率进行两组检验，不宜用用药后实测值进行检验。2 方法的选择2.1 同批资料: 方差相齐-值法 两组对比- 方差不齐-值法 无明显偏态- 多组对比- 综合对比-方差分析 组间两两对比-值法 有明显偏态, 或有不定值-秩和检验, 序值法注意事项：有配对关系的用药前后比较, 只有在确知对

31、照组用药前后实测值无明显变化时, 采用配对检验才有意义。一般仍然采用两组用药前后的变化值或变化率作组间检验。2.2 多批资料一般仍然采用方差分析和值法, 必要时可采用析因检验。二 计数资料的统计分析计数资料, 又称质反应资料；这种资料中每个观察对象要先按类别、性质进行划分（如阳性、阴性，痊愈、未愈等），然后清点各区中观察对象的例数而获得数据资料。由于阳性率是对这类资料进行统计分析的最常用指标，也可称为“阳性率资料”。1 总则（1）一般用X2检验或检验。（2）应写出各组例数、阳性例数及阳性率。（3）药效统计中样本均不很大，以用X2（22）法为好。统计处理之前注意点：（1）样本是否太小：如两组总例

32、数少于40且其中有数据小于5，或数据中有0或1时，应改用精确概率法。（2）有无配对关系：当每一对象接受两种处理（两个疗程或左右两侧用药），应改用配对X2检验。（3）有无等级关系：有等级关系的资料（如痊愈、显效、有效、无效，、等），应采用等级序值法，或Ridit法检验。2 方法的选择2.1 两率对比:无配对关系样本较大- X2 (22)法 样本较小-精确概率法有配对关系-配对X2 法2.2 多率对比:无等级关系多率综合对比- X2 (RC)法 组间两两对比- X2 (22)法有等级关系-Ridit法, 等级序值法注意事项：（1）两率多组资料，应在组间两两对比。（2）两率多院资料，应分别算出各医院

33、的有效率, 再用合适方法计算总有效率，采用加权合并X2 法较为严谨。三 药效和剂量依赖关系（相关性）的统计分析通常用剂量的对数值与药效强度做量效关系分析。如剂量选择适当，数据近似直线关系，可用各实测数据进行直线回归分析，写出回归方程式、回归系数及其显著性检验。1 直线回归及其特点 如果两个变量x，y有相关关系，且相关系数的显著性测验有显著性，则可以根据实验数据的各(x，y)值，归纳出由一个变量x的值推算另一个量y的估计值之函数关系，找出经验公式这就是回归分析。若相关是直线相关，且要找的经验公式是直线方程。则称为直线回归分析。它是应用最广的一种，呈直线关系或能直线化的函数规律的资料都可进行直线回

34、归分析。 把实验资料描成散点图时，各点并不恰在一直线上，要选择一条最合适的直线作为这种函数关系的代表就要符合回归方程算出的理论ye值与各实际y值越接近，则直线越合适的原则。于是规定：(y-ye)2为最小的直线为回归直线，也就是实验y值与理论ye值差值的平方和为最小(或各点与直线的纵距离的平方和为最小)是决定回归线的条件，这种方法称为最小二乘方或“最小二乘法”。其直线方程称直线回归方程，简称回归方程。2 回归方程与回归系数 直线回归方程的通式是yea十bx，其中ye是由x推算的估计值(理论值)，故标为ye，a是回归线在y轴上的截距，b为回归系数(由x推算y的回归系数)，即回归线的斜率，反映y随x

35、变化的变化率。3 回归与相关的关系回归反映两变量间的依存关系，相关反映两变量间的互依关系，两者都是分析两变量间数量关系的统计方法,其实际的因果关系要靠专业知识判断，不要对实际毫无关联的事物进行回归或相关分析。相关系数r与回归系数b的正负号一致，正值说明正比，负值说明反比，而且b或r与0的差异有否显著性的t测验是等值的，即trtb。因tr易算，故可用t r代替tb进行显著性测验，而且对任一个样本的b或r都应进行显著性测验，以说明x与y间有无直线关系。4 等级相关分析如果两个变量均为随机变量，但不服从正态分布，特别是其中有率或构成比等相对数的变量，或本来就是等级变量，要研究其相关性，可用等级相关分

36、析（Spearman法），简介如下。先将两变量从小到大分别排序，得出它们的序值。如果其中有相等的值，其序值都取其平均值。比如排序为3、4的两个X值相等，它们的序值均为3.5。然后计算每对变量的序值之差，依次记为d1、d2、d3、，dn。按以下公式求等级相关系数rs。rs = 1 - 6d2 / N（N2-1）等级相关系数rs在等级相关分析中的意义与相关分析中的相关系数r一样，可反映两变量间是否存在相关性。四 两药药效的等效性分析要证明两药的药效相近, 绝不能仅以P 0.05为依据, 必须作双向单侧检验。下面介绍一种简便、适用的“等效界值法”： 122说明：（1）式中D为等效性检验标准，通常生化

37、指标取5，生理指标取10，药动学指标取20。（2）为标准药物组的均数，是自由度下的单侧值，是两组的共同标准误。（3）先按计算公式算出等效界值L，然后计算两组均数之差。如果均数差小于L，表示等效性合格。第四章 常用实验动物的基本操作一 实验动物的选择及捉拿固定正确掌握动物捉拿固定的方法，可以防止动物过度挣扎或受损伤而影响实验观察效果，并可避免实验者被咬伤，从而保证实验顺利进行。下面介绍药理学实验课中常用的几种动物的捉拿固定方法。1 小 鼠 小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但抓取时动作也要轻缓。抓取时先将小鼠放在粗糙物（如鼠笼）上面，用右手提起鼠尾， 将小鼠轻轻向后拉，这样可使小鼠前肢抓住粗糙面不

38、动，用左手拇指和食指捏住鼠头皮肤和双耳，其余三指和掌心夹住其背部皮肤及尾部，这样小鼠便可被完全固定在左手中（图1），此时右手可作注射或其它实验操作，也可将小鼠固定在特制的固定器中。 图1 小鼠的捉拿方法 图2 大鼠的捉拿方法2 大 鼠 捉拿固定的方法基本上与小鼠相同。由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击的方式抓取，捉拿时较难一些，为防大鼠在惊恐或激怒时咬伤手指，实验者应带上棉手套或帆布手套，先用右手将鼠尾提起，放在粗糙物上，向后轻拉鼠尾，使其不动，再用左手拇、食指捏住头颈部皮肤，其余三指和手掌固定鼠体，使其头、颈、腹呈一直线（图2），这时右手可作注射，若需进行手术，则应对大鼠进行麻醉后固定于手术

39、台上。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠放入固定盒内或用小黑布袋装大鼠，使其只露尾巴。3 豚 鼠 豚鼠胆小易惊，性情温和，不咬人，抓取幼小豚鼠时，只需用双手捧起来，对体型较大或怀孕的豚鼠，先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住其臀部（图3）。 图3 豚鼠的捉拿方法4 家 兔 家兔比较驯服，一般不会咬人，但脚爪较尖，应避免抓伤。抓取时轻轻将兔提起，另一手托其臀部，使其躯干的重量大部分集中在该手上，然后按实验需要将兔固定成各种姿势（图4）。注意抓兔时不要单提两耳，因为兔耳不能承受全身重量，易造成疼痛而引起挣扎，因此单提兔耳，捉拿四肢，提抓腰部和背部都是不正确的抓法。图

40、4 家兔的捉拿与固定5 青蛙和蟾蜍 用左手握住动物，以食指和中指夹住一侧前肢，大拇指压住另一前肢，用右手协助，将两后肢拉直，左手无名指和小指将其压住固定（图5）。注意在抓取蟾蜍时，切勿挤压其两侧耳部突起的毒腺，以免毒液喷出射入眼中。图5 蟾蜍的捉拿与固定 二 实验动物的编号在动物实验时，常常需要编号分组，将动物做上不同的标记加以区别。标记的方法很多，常用的编号标记方法有染色法、挂牌法和烙印法。家兔等较大动物可用特制的号码牌固定于耳上，而小动物则常用染色法。染色法是药理学实验课中最常使用的方法，通常用化学试剂涂染动物背部或四肢一定部位的皮毛，代表一定的编号，常用染色的化学试剂有：黄色：3%-5%

41、苦味酸溶液咖啡色：20%硝酸银溶液红色：0.5%中性红或品红溶液黑色：煤焦油的酒精溶液图6 大鼠、小鼠标记法 （1）1-10号标记法：编号的原则是先左后右，从前到后，如将动物背部的肩、腰、臀部按左、中、右分为九个区，从左到右标记1-9号，第10号不作标记（图6）。（2）10-100号标记法：在上述编号的同一部位，用各种不同颜色的化学试剂擦上斑点，就可代表相应的十位数，例如涂上黄色的苦味酸代表1-10号，涂上红色的中性红代表11-20号，涂上咖啡色的硝酸银代表21-30号，以此类推。三 实验动物的给药方法1 小 鼠1.1 灌胃法 以左手捉住小鼠，使其腹部朝上，右手持灌胃器（以1-2mL注射器上连

42、接细玻璃灌胃管或把注射针头磨钝稍加弯曲制成的灌胃针头），灌胃管长约4-5cm，直径约1mm。操作时，先从小鼠口角将灌胃管插入口腔内，然后用灌胃管向后上方压迫小鼠头部，使口腔与食道呈一直线，再将灌胃管沿着上颚壁轻轻推入食道（图7），当推进约2-3cm时可稍感有阻力，表明灌胃管前部已到达膈肌，此时即可推进注射器进行灌胃，若注射器推注困难，应抽出重插，若误入气管给药，可使小鼠立即死亡，注药后轻轻拔出灌胃管，一次灌药量为0.1-0.3mL/10g体重。1.2 皮下注射法 通常选择背部皮下注射，操作时轻轻拉起背部皮肤，将注射针刺入皮下，把针尖向左右摆动，易摆动说明针尖确已刺入皮下，然后注射药液，拔针时，

43、以手捏住针刺部位，防止药液外漏（图8），注射药量为0.1-0.3mL/10g。 图7 小鼠灌胃法 图8 小鼠皮下注射法1.3 肌肉注射法 小鼠因肌肉较少，很少采用肌肉注射，若有需要可注射于股部肌肉，多选后腿上部外侧，一处注射量不超过0.1mL。1.4腹腔注射法 以左手固定小鼠，腹部向上，注射部位应是腹部的左、右下外侧1/4的部位，因为此处无重要器官。用右手将注射器针头刺入皮下，沿皮下向前推进3-5mm，接着使针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，继续向前推进，通过腹肌进入腹腔后感觉抵抗力消失，此时可注入药液，一次注射量为0.1-0.2mL/10g体重（图9）。图9 小鼠腹腔注射法 图10 小鼠尾静脉注

44、射法1.5 静脉注射法 一般采用尾静脉注射，事先将小鼠置于固定的筒内或铁丝罩内，或扣于烧杯内，使尾巴露出，尾巴于45-50。C的温水中浸泡半分钟或用75%的酒精棉球擦拭，使血管充血，选择尾巴左右两侧静脉注射，如针头确已在血管 内，推注药液应无阻力，注射时若出现隆起白色皮丘，阻力增大，说明未注入血管，应拔出针头重新向尾根部移动注射。注射完毕后，把尾巴向注射部位内侧折曲而止血。需反复静脉注射时，应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动注射。一次注射量为0.05-0.1mL/10g体重（图10）。 2 大 鼠 2.1 灌胃法 用左手以捉拿固定法握住大鼠（若两人合作时，助手以左手捉住大鼠用右手抓住后肢和

45、尾巴），灌胃方法与小鼠相类似，仅采用安装在5-10mL注射器上的金属灌胃管（长6-8cm,直径1.2mm,尖端为球状的金属灌胃管）。一次灌药量为1-2mL/100g体重。2.2 皮下注射法 注射部位可选择背部或大腿外侧，操作时轻轻拉起注射部位皮肤，将注射针刺入注射部位皮下，一次注射药量为1mL/100g体重。2.3 肌肉注射与腹腔注射法同小鼠。2.4 静脉注射法 清醒大鼠可采用尾静脉注射，方法同小鼠，麻醉大鼠可从舌下静脉给药，也可将大鼠腹股沟切开，从股静脉注射药物。3 豚 鼠3.1 灌胃法 用左手拇指和食指固定豚鼠两前肢，其余手指握住鼠身（两人操作时，助手以左手从动物的背部把后腿伸开，并把腰部

46、和后腿一起固定，用左手的拇指和食指捏住两前肢固定），灌胃管与灌胃方法同大鼠。亦可采用插管灌胃法，用木或竹制开口器，把导尿管或塑料管通过开口器中央的小孔插入胃内，回注射器针栓，无空气抽回时即可注入药液。3.2 皮下注射法 注射部位多选择大腿内侧、背部、肩部等皮下脂肪少的部位。通常在大腿内侧注射，一般需两人合作，一人固定豚鼠，一人握住侧后肢，将注射器针头与皮肤呈45。角方向刺入皮下，确定针头在皮下后注射，注射完毕后以指压刺入部位片刻，以防药液外漏。3.3 肌肉注射与腹腔注射法同小鼠。3.4 静脉注射法 注射部位可选择前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉、耳壳静脉、或雄鼠的阴茎静脉，偶尔亦可用心脏穿刺给药。

47、一般用前肢皮下头静脉穿刺较用后肢小隐静脉成功率高，而后肢小隐静脉下部比较固定，比起明显可见但不固定的上部穿刺成功率要高。也可在胫前部将皮肤切开一小口，暴露出胫前静脉后注射，一次注射量不超过2mL。4 兔4.1 灌胃法 给家兔灌胃需要两人合作，助手就坐，将家兔的躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住双前肢固定前身。术者将木或竹制的开口器横放在家兔的上下颌之间，固定于舌头之上，然后把合适的导尿管经开口器中小孔，沿图11 家兔灌胃法上颚壁慢慢插入食道约15-18cm，此时可将导尿管外口端置于一杯清水中，若无气泡逸出，说明确已插入食道，这时可用注射器注入药液，然后用少许清水冲洗导尿管，灌胃完

48、毕，应先捏闭导尿管外口，拔出导尿管，再取出开口器（图11）。4.2 皮下、肌肉、腹腔注射法 基本方法与鼠类相同，选用的针头可以大一些。给药的最大容量分别为：0.5mL、1.0mL和5.0mL/kg。4.3 静脉注射法 注射部位一般采取耳缘静脉（兔耳外缘的血管为静脉，中央的血管为动脉（图12）。可用酒精棉球涂擦耳部边缘静脉部位的皮肤， 或用电灯泡烘烤兔耳使血管扩张，以左手食指放在耳下将兔耳垫起，并以拇指按住耳缘部分，右手持注射器，针头经皮下，沿皮下向前推进少许再刺入血管，注射时若无阻力或无发生局部皮肤发白隆起现象，说明针头在血管内即可注射 图12 兔耳缘血管分布 图13 兔耳缘静脉注射法药液，注

49、射完毕压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟止血（图13）。5 青蛙和蟾蜍淋巴囊内注射 蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊，对药物易吸收， 但皮肤无弹性，药液容易从穿刺孔逸出。因此，给任何一个淋巴囊注药均不能直接刺入。如作腹淋巴囊注射时，将针头从股部上端刺入肌层，进入腹壁皮下淋巴囊再注药，作胸部淋巴囊注射时，针头由口腔底部穿下颌肌层而达胸部皮下；作股淋巴囊注射时，应从小腿皮肤刺入，通过膝关节而达大腿部皮下。注入药液量一般为0.25-0.5mL（图14）。 1.颌下囊 2.胸囊 3.腹囊 4.股囊 5.胫囊 6.侧囊 7.头背囊 图14 蛙的皮下淋巴囊四 动物的麻醉和取血1 实验动物的麻醉在一些动物实验中，特

50、别是手术等实验，为减少动物的挣扎和保持其安静，便于操作，常需对动物采取必要的麻醉。由于动物属间的差异等情况，所采用的麻醉方法和所选用的麻醉剂亦有所不同。1.1 常用的麻醉剂 动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。 1.1.1 挥发性麻醉剂这类麻药包括乙醚、氯仿等。乙醚吸入麻醉适应于各种动物，其麻醉量和致死量差距大，所以安全度也大，动物麻醉深度容易掌握，而且麻醉后苏醒较快。其缺点是对局部刺激作用大，可引起上呼吸道黏膜液体分泌增多，再通过神经反射可影响呼吸、血压和心跳活动，并且容易引起窒息，故在乙醚吸入麻醉时必须有人照看，以防止麻醉过深而出现上述情况。1.1.

51、2 非挥发性麻醉剂 这类麻醉剂种类较多，包括巴比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，氨基甲酸乙脂和水合氯醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平衡，动物无明显挣扎现象。但其缺点是苏醒较慢。1.1.3 中药麻醉剂动物实验时有时也用到像洋金花和氢溴酸冬莨菪碱等中药麻醉剂，但由于其作用不够稳定，而且常需加佐剂麻醉效果才能理想，故使用过程中不能得到普及，因而，多数实验室不选用这类麻醉剂进行麻醉。 1.2 动物的麻醉方法1.2.1全身麻醉吸入法：用一块圆玻璃板和一个钟罩或一个密闭的玻璃箱作为挥发性麻醉剂的容器，多选用乙醚做麻药。麻醉时用几个棉球，将乙醚倒入其中，迅速转

52、入钟罩或箱内，让其挥发，然后把待麻醉动物投入，约隔46min即可麻醉，麻醉后应立即取出，并准备一个蘸有乙醚的棉球小烧杯，在动物麻醉变浅时套在鼻上使其补吸麻药。本法最适于大、小鼠的短期操作性实验的麻醉，腹腔和静脉给药麻醉法：非挥发性和中药麻醉剂均可用作腹腔和静脉注射麻醉，操作简便，是实验室最常采用的方法之一。腹腔给药麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠，较大的动物如兔、狗等则多用于静脉给药进行麻醉。由于各种麻醉剂的作用长短以及毒性的差别，所以在腹腔和静脉麻醉时，一定要控制药物的浓度和注射量（详见附录表2）。1.2.2局部麻醉局部麻醉一般应用0.5%1.0%盐酸普鲁卡因注射；眼、鼻、咽喉、黏膜表面麻醉可2%

53、盐酸可卡因溶液，滴入后数秒钟即可出现麻醉。1.2.3麻醉注意事项1 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，立即停止注射。配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。2 麻醉时需注意保温。麻醉期间，动物的体温调节机能往往受到抑制，出现体温下降，可影响实验的准确性。此时常需采取保温措施， 3 做慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。2 实验动物采血方法实验研究中，经常要采集实验动物的血液进行常规检查或某些生物化学分析，故必须掌握血液的正确采集。不同动物采血部位与采血量的关系见附录三。

54、常用实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量，见附录四。第五章 药理学实验常用仪器操作技术BL-410生物机能实验系统1 概述：BL-410生物机能实验系统是配置在微机上的4通道生物信号采集、放大、显示、记录与处理系统，它将现代电子技术与计算机数据处理技术有机地融合在一起，替代了原来利用分离的放大器、示波器、记录仪、刺激器等众多仪器组成的烦琐的生物信号观测与记录装置，在微机上以中文Windows操作系统平台为基础，直观而操作简便，这套实验系统主要由以下三部分组成：1、IBM兼容微机。2、Biolap410生物信号采集、放大硬卡；3、Biolap98生物信号显示与处理软件。2 生物信号显示与处理

55、软件界面介绍：2.1 主界面：主界面（图1）是我们与BL-410生物机能实验系统打交道的直观窗口，熟悉主界面上各个部分的用途，可以帮助我们使用和操作该系统，为实验观察和记录打下基础。 主界面从上到下依次分为：标题条、菜单条、工具条、生物信号显示窗口、反演相关功能按钮区及状态条等6个部分；在生物信号显示窗口的左边为控制区和信息区，控制区从上到下可分为4个通道的参数及扫描速度调节区和特殊实验标记选择区；在主界面左下角有一个最小化的设置刺激器参数对话框。主界面上各个部分的功能见表1。图1 BL-410生物信号显示与处理软件主界面表1 BL-410软件主界面上各部分功能一览表名称 功能备注标题条 显示

56、Biolap98软件的名称以及实验标题菜单条显示所有的顶层菜单项，您可以选择其中的某一菜单项以弹出其子菜单。最底层的菜单项代表一条命令。工具条 一些常用命令的图形表示集合，它们使常用命令的使用变得方便与直观。控制、信息区切换按钮 切换控制区和信息区控制区和信息区占据屏幕左边相同的区域 时间显示窗口 显示记录数据的时间在数据记录和反演时显示生物信号显示窗口 显示生物信号的原始波形或数据处理后的波形，每一个显示窗口对应一个实验采样通道控制区及信息区 控制区用于调节实验参数，信息区用于显示实验数据测量结果 控制区和信息区采用分时复用技术使用相同屏幕资源，数据查找滚动条 用于实时实验和反演时快速数据查

57、找和定位四个数据反演 相关功能按钮 用于反演时进行数据剪辑、图形剪辑以及波形的横向扩展和压缩状态条 显示当前系统命令的执行状态和一些提示信息设置刺激器参数对话框 设置刺激器参数 反演时消失 2.2 生物信号波形显示窗口简介：这是一个实验者观察生物信号波形的显示窗口。当系统处于初始状态时屏幕上共有4个波形显示窗口，实验中可根据自己的需要选择在屏幕上显示1个、2个、3个或4个波形显示窗口，图2表示的是一个波形显示窗口，窗口中包含有背景格线、标尺、基线和基线调节旋钮等四部分。表2列举了波形显示窗口中各部分的功能。图2 生物信号显示窗口表2 生物信号波形显示窗口各部分功能一览表名称 功能备注生物信号显示区 显示采