力在细胞内的物理传递

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1、力在细胞内的物理传递于新磊;刘晓光;任海军;刘波【摘 要】机械应力可以调控细胞增殖、迁移、分化等功能变化,这种细胞内的应力 信号转导研究主要集中于生物化学信号的传导途径,但应力在细胞内的物理传递过 程对细胞功能也存在显著影响.本文综述了应力在细胞内的物理传递的信号机制研 究现状,包括细胞膜、细胞骨架、内质网以及细胞核的应力物理传递及其变化的研 究;同时介绍了研究应力在细胞内物理传递的相关技术,包括化学试剂干扰、理论计 算及多种荧光蛋白技术,展示出了应力在细胞内物理传递的基本途径.【期刊名称】北京生物医学工程年(卷),期】2016(035)001【总页数】7页（P87-93）关键词】 机械应力;

2、应力信号转导;细胞功能;物理传递作 者】 于新磊;刘晓光;任海军;刘波 【作者单位】 大连理工大学生物医学工程系（辽宁大连 116024）;大连理工大学生物 医学工程系（辽宁大连 116024）;大连市友谊医院普外科（辽宁大连 116100）;大连理 工大学生物医学工程系（辽宁大连 116024）【正文语种】 中 文中图分类】 R318.04机体内的细胞不仅可以感知外环境各种化学因素的刺激，其自身也处在各种机械环境中，如流体的压力、流动引起的剪切应力（shear stress）、拉伸张力及渗透应力 等。例如，血管壁细胞处于血液的液体环境中，当血液在流动的过程中，对血管壁 细胞会产生力的作用，主

3、要包括血管内表面的剪切应力，血管扩张形成的周向拉伸 力以及对管壁的正压力1。在细胞外基质(extracellular matrix, ECM)和细胞膜 上信号分子相互作用下，这些机械应力可以被细胞所感知，从而激活细胞内信号通 路，将力学信号转化为细胞内的生物化学信号，进而影响细胞的形状、黏附与迁移、 基因表达、分化甚至细胞的死亡。应力信号作用于细胞和细胞表面蛋白，也会直接 引起细胞内的应力物理传递，包括细胞骨架、内质网、细胞核等，进而影响细胞的 功能。这些力学因素在心血管疾病、骨形成、器官发育以及干细胞定向分化等细胞 功能变化过程中起着决定性影响。细胞的应力信号转导(mechanotransd

4、uction) 机制，一直是生物力学研究的热点。 机械应力如何转化为胞内生物学信号，进而改变细胞功能状态？目前研究普遍认为， 这一过程的机制在于应力信号作用在细胞膜上，引起膜上相应受体蛋白活化，包括 敏感性离子通道、细胞间黏附复合物、G-蛋白偶联受体、整合素、黏着斑等，从 而导致胞内一系列信号蛋白的活性发生改变，最终调节基因表达和蛋白质的合成。 这一应力信号转导过程中，力学刺激的机械作用首先发生在细胞膜，而信号经过细 胞膜进入胞浆后，主要是生物化学信号的传递过程。然而从理论上讲，细胞作为具 有一定刚性的完整个体，这些应力信号在完全转化为生物化学信号之前，在细胞内 必然存在一定的物理传递过程。有

5、研究发现，在牵张应力信号改变细胞功能状态的 早期，应力在细胞内经由细胞骨架进行物理传递，并使细胞Rho家族活化呈现非 均匀分布2-3。由此可以看出，这种细胞内应力的物理传递可能在调节细胞极性 状态等许多细胞功能变化方面起着重要作用。随着荧光蛋白技术在活细胞应力信号 转导研究中的应用，机械应力在细胞内的物理传递机制逐渐展示出来。应力在细胞内的物理传递是指力学信号作用到细胞膜上，通过细胞膜的变形传递到 细胞表面蛋白，如整合素(integrins)、黏着斑激酶(focal adhesion kinase，FAK)、 纽蛋白(vinculin)、桩蛋白(paxillin)等。由于这些蛋白质与细胞骨架直

6、接相连，应 力即可通过细胞骨架传递到远端细胞膜、细胞内基质、内质网或者细胞核，然后转 化为局部生物化学信号，进而调节如细胞极性状态等多种细胞功能变化。2.1 力在细胞内的传递途径 由于细胞膜的结构是磷脂双分子层，其间散布许多膜蛋白，如离子通道蛋白，各种 信号蛋白等。其中一些信号蛋白聚集在一起，形成特殊的膜结构脂阀(lipid rafts),散落在磷脂双分子层中，脂阀的运动和聚集状态决定了细胞膜的流动性。此 外，细胞内囊泡系统在运输物质的过程中，不断与细胞膜融合与分离，引起细胞膜 的扩大和缩小，进而引起细胞膜的流动。细胞受到外力刺激，首先做出反应的就是 细胞膜和膜上蛋白。这种力信号可以直接引起细

7、胞膜上某些离子通道的打开。例如， 剪切应力会引起细胞膜上钙离子通道SACC(stretch-activated calcium channels) 和VGCC (voltage gated calcium channels)的打开，致细胞内Ca2+浓度的上升 4-5。剪切应力还会直接激活 TRPV(transient receptor potential vanilloid)5 和TRPV6通道，从而调节K+通道的K+释放6。而牵张力则是作用在局部黏着 斑(focal adhesions,FA)上，力信号会通过细胞骨架传递到上层的细胞膜，进而引 起细胞膜上钙离子通道SACC的开放7。应力的作用

8、还可以直接引起某些膜蛋白 (如整合素8、纽蛋白9、桩蛋白10)的构象发生改变，从而激活下游信号通路。 更重要的是，力的作用会引起膜上脂质定向排列顺序改变和蛋白质的流动，尤其膜 上的陷窝蛋白区域11。这种局部流动的变化可能就是细胞在应力作用下发生极性 变化与定向迁移的基础。有研究表明，在定常层流剪切应力作用下，细胞膜上游的 流动性会发生局部增大12，细胞膜就会产生相应的形变，从而带动脂阀发生相应 的扰动，进而将这种机械刺激传递到细胞内系统13。接着，应力通过细胞膜上蛋白，传递到细胞骨架上。细胞骨架(包括微管、微丝以 及中间纤维)为细胞提供了机械支持，维持了细胞形态，同时也参与细胞感受胞外 应力作

9、用并传递至胞内的信号转导过程14。由于一些膜蛋白与细胞骨架连接，如 整合素、纽蛋白、桩蛋白等，当机械应力作用到这些蛋白质上，就会使应力传递到 整个细胞骨架系统。有研究发现，整合素与特定ECM配体的动态结合对于传递剪 切应力信号到细胞内起着重要作用15。整合素与细胞骨架相连，而细胞骨架与核 骨架、LINC (linker of the nucleoskeleton and cytoskeleton)复合体相连，提 供一个机械信号传递进入细胞的特定路径，使细胞核能够响应ECM黏附性和机械 应力的改变16。此外，纽蛋白可以调节黏着斑蛋白的更新和释放17，通过检测 纽蛋白和 CAS (Crk-asso

10、ciated substrate)直接结合的作用，Janostiak 等18发 现CAS与纽蛋白直接相互作用控制机械传感和粘着斑动力学。为了深入研究细胞 骨架及其相关蛋白对细胞内应力传递的影响，Mott等19使用多波长四维荧光显 微镜，在施加稳定的单向剪切应力前后，测量了罗丹明-纤连蛋白和绿色荧光蛋白 标记的细胞骨架及相关蛋白，包括肌动蛋白(actin)、波形蛋白(vimentin)、桩蛋白 和纽蛋白等在血管内皮细胞的位移，证明了细胞骨架、黏着斑和ECM的结构空间 动态变化，与剪切应力介导的应力信号转导过程的机械应力应变主要位点分布一致。 由此可见，细胞骨架上应力的变化与细胞骨架相关蛋白、细胞

11、膜黏着斑、ECM等 结构直接相关。应力沿细胞骨架进行物理传递应力，还可以影响细胞骨架本身的重构，从而改变应 力在细胞内的物理传递状态，进而改变细胞的极性与迁移。细胞会沿着剪切应力流 体的流向方向定向排列20，这种细胞的极性也与细胞骨架有关21。由于细胞骨 架上力的传递非常迅速，剪切应力作用于整合素能够引起远端 Rac 蛋白的激活3， 而牵张力作用在FA上也会激活远端的Src蛋白2，这两种作用都导致了细胞极性 和定向排列的形成22。Gavara等23研究在拉伸和细胞-基质相互作用的位点发 生了张力变化过程中细胞骨架张力如何改变，证明细胞在施加的快速拉伸力作用下 重新组织它们的结构与张力分配。然而

12、，究竟是细胞骨架哪一种成分主要介导了胞 内应力的物理传递与细胞极性的改变？有研究人员推测出与细胞膜直接相连的是微 丝而不是微管，是通过微丝传递到整个细胞骨架上24。Osborn等25啲研究表 明流体剪切应力对细胞施加机械刺激时，会引起内皮细胞骨架微丝肌动蛋白的重构， 进而导致内皮细胞形状的改变。通过破坏细胞骨架微丝系统，发现高剪切应力作用 下Src蛋白在细胞上游的极性激活现象消失，说明微丝的应力传递直接调控了 Src 蛋白的极性变化。但是，也有研究人员推测有一部分微管也可以与细胞膜相连。Myers等26 用诺考达唑(nocodazole)和细胞松弛素-D(cytochalasin-D)分别破

13、坏细胞骨架微管与微丝系统，在流体剪切应力下进行测定，表明与骨基质代谢相关 的一些机械传导途径主要取决于微管网络。微管与FAs相连，当力刺激细胞膜上 的脂阀时，通过微管传递就会引起FA的力学变化27。Na等2通过纳米尺度细 胞骨架变形的分析表明，通过应力的Src活化与微管形变区域一致，这表明微管结 构对于传递应力到激活胞质蛋白是必不可少的。而无论破坏细胞骨架微管还是微丝 系统，都可以使牵张应力引起的Src远距离定向激活现象消失28。这些不同的发 现，可能跟胞内物理传递的直接效应相关，不同的细胞骨架微丝成分介导了不同的 蛋白质极性激活，从而共同决定了细胞的极性变化。由此可见，脂阀-微丝-微管- F

14、A组成了一条力的传递桥梁，微管和微丝共同作用介导了细胞内应力的物理传递 29。应力在细胞内部的物理传递，也会传递到内质网(endoplasmic reticulum)上。内 质网不仅具有承担细胞内物质运输的作用，而且对细胞膜上的应力传递到细胞内也 扮演重要的角色。一方面，内质网上也存在囊泡的物质运输机制，由此引起了内质 网膜的流动30，进而产生应力的变化；另一方面，力信号可以通过内质网上的兰 尼碱受体(ryanodine receptor)直接影响Ca2+的释放。George等31采用应力 诱导心室性心搏过速刺激心肌细胞，发现Ca2+会通过兰尼碱受体从肌质网 (sarcoplasmic ret

15、iculum)释放出来。而当外因素诱发内质网压力反应时，SERCA(sarcoplasmic endoplasmic reticulum calcium ATPase )钙离子泵的泵送 能力会增加，Ca2+向内质网内逆向运输32。破坏细胞骨架微丝系统可以抑制剪 切应力介导的内质网钙库IP3R通道释放Ca2+，而且采用特异性抑制剂2-APB抑 制IP3R通道也可以使细胞膜表面钙池调控钙离子通道(store-operated channel， SOC)失活，说明细胞膜与内质网上的钙离子通道可能通过细胞骨架微丝整合在一 起33。最后，应力传递到细胞核。细胞核的主要构造为核膜，是一种将细胞核完全包覆的

16、 双层膜，可使膜内物质与细胞质，以及具有细胞骨架功能的网状结构核纤层分隔开 来。这个网状结构的核纤层能和细胞骨架一样传递力信号。核膜上的Nesprins和 Sun 蛋白之间的相互作用对于细胞核和细胞骨架之间的力传递起着关键的作用34。 核因子 NF-kB 可与血小板生长因子(platelet-derived growth factor, PDGF)-B 启动子里的“剪切应力反应元件(shear stress response element ,SSRE)H形成 功能联系，从而受到剪切应力的直接调控35。机械力的作用还会直接引起细胞核 内转录因子的活化，从而诱导基因的表达。周期性拉伸力能够增加多

17、种转录因子 (API , AP2 , NF-kB, NF1)的核内定位36。Nrf2 (NF-E2-related factor-2)和 KLF2 (Kruppel-like factor-2)这两个转录因子可以控制许多剪切力响应基因37。 2.2 剪切应力和牵张力的应力物理传递异同 在研究流体剪切应力和牵张力对细胞的作用时，一般都采用内皮细胞和平滑肌细胞。 这两种细胞都是贴壁细胞，都能够在底部形成FA。FA是贴壁细胞黏附与细胞外基 质的动态结构，是聚合了整合素、纽蛋白、paxillin以及FAK、Src等多种蛋白质 的复合体，膜外与细胞外基质连接，膜内通过黏着斑蛋白与细胞骨架相连，形成一 个

18、细胞内信号传导的重要枢纽38。剪切应力作用于贴壁细胞的上表面细胞膜，牵 张力作用于贴壁细胞的下表面细胞膜，这两种应力共同作用，引起细胞内应力信号 的传导。上表面细胞膜是由磷脂双分子层和多种蛋白质共同组成，表面受体蛋白质等形成脂 阀结构散落在磷脂双分子层中。在剪切应力的作用下，会引起脂质阀的运动与聚集 状态的改变，进而引起细胞膜的流动13。当剪切应力作用在整合素上，力信号可 通过细胞骨架系统快速传递到细胞远端，从而迅速激活远端的Rac蛋白3，其传 递的速度远远高于胞内信号蛋白的扩散速度。脂阀能够通过Ezrin/Radixin/Moesin (ERM)家族蛋白将细胞骨架微丝与细胞膜蛋白相连39，

19、脂阀的运动就能够通过微丝直接传递到细胞下表面的FA，导致FA的重新分布。 从上面可以看出，细胞膜-细胞骨架-FA形成了一个有效的胞内应力物理传递的复 合体，当剪切应力作用在细胞膜上时，就可能引起细胞膜的流动、细胞骨架的收缩 黏着斑蛋白的活性变化以及FA的重新分布等一系列的力学效应。 牵张力在细胞内的应力物理传递机制和流体剪切应力物理传递有许多相似之处。它 们都通过多个传感机制来检测和激活细胞的信号网络，细胞骨架提供了机械应力从 细胞表面到内部的途径，包括FA、一些膜蛋白(如整合素、离子通道)、细胞质和 细胞核之间的结构框架40。牵张力主要是通过一定的力学手段牵拉位于贴壁细胞 底部的FA，力通过

20、与FA相连接的细胞骨架传递到细胞基质或其他细胞器上。Na 等2用铁磁珠连接到细胞表面，当整合蛋白聚集和围绕珠的黏着斑形成后,磁珠受 垂直磁场力的作用牵拉细胞，在细胞质远离牵拉点的位置观察到明显的Src激活 (0.3 s)，表明了牵张力诱导Src激活迅速。这个实验的效果与剪切应力引起的细 胞远端变化类似3。当牵张力作用于细胞时，应力可能沿着FAs-CSK-细胞膜的顺 序，由下层细胞膜传递到上层细胞膜，同样引起上层细胞膜蛋白活化与离子通道的 开放7。这与剪切应力直接引起细胞膜上蛋白活化与离子通道开放效果一致 4-5 由此可以看出，牵张力与剪切应力的力学信号在细胞内传递过程既有区别又有密切 联系，这

21、两种力共同作用引起细胞功能的改变。早期为了研究力在细胞内的物理传递，研究人员主要是通过一些化学药物改变细胞 膜状态、破坏细胞骨架的微管和微丝结构，以及内质网和核膜等结构，来验证应力 在这些结构上的传递作用。Myers等26用Nocodazole破坏微管，用 Cytochalasin-D破坏肌动蛋白微丝，在流体剪切应力的作用下，验证细胞骨架在 力传导的作用机制。而肌球蛋白轻链激酶myosin light chain kinase (MLCK)的 抑制剂ML-7则可以在不传递力的前提下保持微丝的结构，可以更清楚地验证力 在细胞骨架上的传递机制7。Rahimzadeh等41也用Cytochalasi

22、n-D处理细胞， 扰乱F-肌动蛋白，减少预应力和对流动的响应。此外，鬼笔环肽(phalloidin)可与 微丝能够特异性地结合，使微丝纤维稳定而抑制其功能42。除了 Nocodazole， 秋水仙素(colchicine)也可以结合到未聚合的微管蛋白二聚体上，阻断微管蛋白组 装成微管43。而紫杉醇(paclitaxel)可以促进微管装配，并使已形成的微管稳定 44。改变细胞膜的应力状态主要采用苯甲醇(benzyl alcohol)增大细胞膜的流动 性45-46，采用胆固醇(cholesterol)减小细胞膜的流动性47。还可以使用各种 蛋白酶及溶脂酶等破坏细胞膜的完整结构48。对于内质网的应力

23、研究，也可以通 过缺氧、毒性药物的作用，破坏内质网腔氧化环境，使得钙离子的代谢失调49。 而对于核膜研究，一般采用蛋白激酶V RK1(vaccinia-related kinase)破坏50。 这些化学试剂为揭示细胞内的应力物理传递提供了有力工具。 为了研究细胞骨架上力的传递方式，一些研究人员通过实验测量和理论计算，推导 出细胞骨架的应力纤维传递的应力大小与模式。通过大量的实验已经测量出应力纤 维的弹性模量的范围为104 106 Pa51，应力纤维预应力的范围105 106 Pa52，应力纤维半径的范围在0.10.4 pm53。在这些数据的基础上， Hwang等用物理方程推导肌动蛋白应力纤维上

24、力的横向传输和纵向传输，证明了 在细胞的快速机械刺激传输只能够通过横向应力纤维运动。而且，他们还假设了细 胞骨架上高度组织化和单一的应力纤维网络，通过计算估算出力在纤维网络上传递 的时间54-55。理论计算使细胞内应力物理传递网络更清晰地展现出来。荧光漂白恢复(fluorescence recovery after photobleaching , FRAP)和荧光寿命 (fluorescence lifetime，FLT)等荧光蛋白技术的出现，也为研究活细胞内应力物 理传递提供了有效工具。Reddy等56用FRAP技术测量了不同大小的瞬时剪切 力对于脂质横向扩散系数和膜张力的影响。而Tabo

25、uillot等57用FLT技术研究 发现内皮细胞膜对于剪切应力的敏感取决于细胞膜上的脂质结构域。Grashoff等 58用 FRAP技术在活细胞里观察黏着斑蛋白的恢复速率。Osborn等25使用荧 光光活化(fluorescent light activation)和 FRAP的互补技术，研究内皮细胞在流 体剪切应力机械刺激时肌动蛋白的重构。这三种新技术给细胞内应力物理传递研究 提供了更多的可能。现在，一种基于荧光蛋白的新技术荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer，FRET)技术，通过荧光转移能量的变化，将无形的 应力转变为肉眼可视的光学

26、信号，可以实现直接观察活细胞上应力的动态物理传递 Grashoff等58用了具有弹簧性能的蜘蛛丝蛋白特定序列(GPGGA)8，结合 mTFP1和venus荧光蛋白对，构建了黏着斑蛋白纽蛋白的FRET探针，观察到细 胞黏附迁移过程中纽蛋白的应力状态。在此基础上，Nicolas Borghi等59构建 了 E-cadherin的FRET探针EcadTSMod，检测出从E-cadherin跨膜结构域到 catenin结合结构域的pN级别的应力传递。此外，Meng等60-61 使用 Cerulean/Venus两种蛋白作为FRET荧光蛋白对设计生物探针stFRET，通过一 个稳定的a螺旋蛋白序列结构连

27、接起来，可以插入到活细胞内部的结构蛋白中， 实时检测细胞内部机械张力的大小。之后，Rahimzadeh等41 又使用 Cerulean/Venus两种蛋白构建生物探针sstFRET，通过一个血影蛋白重复结构域 连接，这种辅肌动蛋白(actinin)机械应力传感器可以直接观察在活细胞的细胞骨架 应力。运用这个改进的actinin-sstFRET生物探针，Verma62也观察到了 actinin在剪切应力条件下的应力变化。Na等2在活细胞中使用一个基于FRETSrc报告探针，证明了应力诱导Src激活是快速的。FRET技术实现了在活细胞内 动态观察应力的变化，为整体揭示应力在细胞内的物理传递提供了可

28、能。 综上所述，剪切应力作用于细胞，可以通过细胞膜流动性变化及脂阀运动等途径， 将机械应力传递到相连的细胞骨架，以及细胞内质网、细胞核以及细胞基底面的 FA，进而转变为蛋白活性变化等生物化学信号，经由“细胞膜-细胞骨架-局部黏 着斑”这一复合体完成细胞内应力的物理传递；牵张力也可以通过“局部黏着斑- 细胞骨架-细胞膜”这一复合体逆向传递应力到细胞膜，引起细胞膜附近信号蛋白 激活以及离子通道的开放，进而对细胞功能产生重要影响。从早期用化学试剂验证 细胞膜和细胞骨架上应力的作用机制，以及通过理论计算细胞骨架上应力传递，到 采用FRAP和FLT技术验证细胞骨架和细胞内的应力传递，以及采用FRET技术

29、实 现无形应力的可视化，细胞内应力的物理传递机制正逐步展示出来。但是由于检测 技术的局限性，目前细胞内应力物理传递研究仍处于起步阶段，还需要研究人员不 断完善实验方法，为未来完整揭示细胞内应力物理传递的机制与功能调控创造有利 的条件。参考文献1 Chien S. Molecular basis of rheological modulation of endothelial functions:Importance of stress direction J. Biorheology,2006,43(2):95-116.2 Na S,Collin O,Chowdhury F,et al. Ra

30、pid signal transduction in living cells is a unique feature of mechanotransduction J. P Natl Acad Sci USA,2008,105(18):6626-6631.3 Poh YC,Na S,Chowdhury F,et al. Rapid activation of rac gtpase in living cells by force is independent of src J. Plos One,2009,4(11):e7886.4 Brakemeier S,Eichler I,Hopp H

31、,et al. Up-regulation of endothelial stretch-activated cation channels by fluid shear stress J. CardiovascRes,2002,53(1):209-218.5 Lu XL,Huo B,Chiang V,et al. Osteocytic network is more responsive in calcium signaling than osteoblastic network under fluid flow J. J Bone Miner Res,2012,27(3):563-574.

32、6 Cha SK,Kim JH,Huang CL. Flow-induced activation of trpv5 and trpv6 channels stimulates Ca2+-activated k+ channel causing membrane hyperpolarization J. Bba-Mol Cell Res,2013,1833(12):3046-3053.7 Nishitani WS,Saif TA,Wang Y. Calcium signaling in live cells on elastic gels under mechanical vibration

33、at subcellular levels J. Plos One,2011,6(10):e26181.8 Luo BH,Carman CV,Springer TA. Structural basis of integrin regulation and signaling J. Annu Rev Immunol,2007,25:619-647.9 Golji J,Mofrad MR. The interaction of vinculin with actin J. Plos Comput Biol,2013,9(4):e1002995.10 Sero JE,German AE,Mammot

34、o A,et al. Paxillin controls directional cell motility in response to physical cues J. Cell Adhes Migr,2012,6(6):502-508.11 Yamamoto K,Kamiya A,Ando J. Shear stress rapidly alters the physical properties of vascular endothelial cell membranes by decreasing their lipid order and increasing their flui

35、dity J. IFMBE Proceedings,2014,41:19-22.12 Butler PJ,Norwich G,Weinbaum S,et al. Shear stress induces a time- and position-dependent increase in endothelial cell membrane fluidity J. Am J Physiol-Cell Ph,2001,280(4):C962-C969.13 Larive RM,Baisamy L,Urbach S,et al. Cell membrane extensions,generated

36、by mechanical constraint,are associated with a sustained lipid raft patching and an increased cell signaling J. Biochimica et Biophysica Acta,2010,1798(3):389-400.14 Kraning-Rush CM,Carey SP,Califano JP,et al. The role of the cytoskeleton in cellular force generation in 2d and 3d environments J. Phy

37、s Biol,2011,8(1):015009.15 Schwartz MA. Integrins and extracellular matrix in mechanotransduction J. Cold Spring Harb Perspect Biol,2010,2(12):a005066.16 Martins RP,Finan JD,Guilak F,et al. Mechanical regulation of nuclear structure and function J. Annu Rev Biomed Eng,2012,14:431-455.17 Carisey A,Ts

38、ang R,Greiner AM,et al. Vinculin regulates the recruitment and release of core focal adhesion proteins in a forcedependent manner J. Curr Biol,2013,23(4):271-281.18 Janostiak R,Brabek J,Auernheimer V,et al. Cas directly interacts with vinculin to control mechanosensing and focal adhesion dynamics J.

39、 Cell Mol Life Sci,2014,71(4):727-744.19 Mott RE,Helmke BP. Mapping the dynamics of shear stress-induced structural changes in endothelial cells J. Am J Physiol-Cell Ph,2007,293(5):C1616-C1626.20 Dolan JM,Meng H,Singh S,et al. High fluid shear stress and spatial shear stress gradients affect endothe

40、lial proliferation,survival,and alignment J. Ann Biomed Eng,2011,39(6):1620-1631.21 Nance J,Zallen JA. Elaborating polarity:Par proteins and the cytoskeleton J. Development,2011,138(5):799-809.22 Liu B,Qu MJ,Qin KR,et al. Role of cyclic strain frequency in regulating the alignment of vascular smooth

41、 muscle cells in vitro J. Biophys J,2008,94(4):1497-1507.23 Gavara N,Roca-Cusachs P,Sunyer R,et al. Mapping cell-matrix stresses during stretch reveals inelastic reorganization of the cytoskeleton J. Biophys J,2008,95(1):464-471.24 Head BP,Patel HH,Insel PA. Interaction of membrane/lipid rafts with

42、the cytoskeleton:Impact on signaling and function membrane/lipid rafts,mediators of cytoskeletal arrangement and cell signaling J. Bba- Biomembranes,2014,1838(2):532-545.25 Osborn EA,Rabodzey A,Dewey CF,et al. Endothelial actin cytoskeleton remodeling during mechanostimulation with fluid shear stres

43、s J. Am J Physiol-Cell Ph,2006,290(2):C444-C452.26 Myers KA,Rattner JB,Shrive NG,et al. Osteoblast-like cells and fluid flow:Cytoskeleton-dependent shear sensitivity J. Biochem Bioph Res Co,2007,364(2):214-219.27 Akhshi TK,Wernike D,Piekny A. Microtubules and actin crosstalk in cell migration and di

44、vision J. Cytoskeleton,2014,71(1):1-23.28 Wang YX,Botvinick EL,Zhao YH,et al. Visualizing the mechanical activation of src J. Nature,2005,434(7036):1040-1045.29 Goldyn AM,Kaiser P,Spatz JP,et al. The kinetics of force-induced cell reorganization depend on microtubules and actin J.Cytoskeleton,2010,6

45、7(4):241-250.30 Gillon AD,Latham CF,Miller EA. Vesicle-mediated er export of proteins and lipids J. Bba-Mol Cell Biol L,2012,1821(8):1040-1049.31 George CH,Higgs GV,Lai FA. Ryanodine receptor mutations associated with stress-induced ventricular tachycardia mediate increased calcium release in stimul

46、ated cardiomyocytes J. Circ Res,2003,93(6):531- 540.32 Hojmann Larsen A,Frandsen A,Treiman M. Upregulation of the SERCA-type Ca2+ pump activity in response to endoplasmic reticulum stress in PC12 cells J. BMC Biochemistry,2001,2:4.33 Liu B,Lu S,Zheng S,et al. Two distinct phases of calcium signallin

47、g under flow J. Cardiovasc Res,2011,91(1):124-133.34 Lombardi ML,Jaalouk DE,Shanahan CM,et al. The interaction between nesprins and sun proteins at the nuclear envelope is critical for force transmission between the nucleus and cytoskeleton J. J Biol Chem,2011,286(30):26743-26753.35 Khachigian LM,Re

48、snick N,Gimbrone MA,et al. Nuclear factor-kappa-b interacts functionally with the platelet-derived growth-factor b-chain shear-stress response element in vascular endothelial-cells exposed to fluid shear-stress J. Journal Of Clinical Investigation,1995,96(2):1169-1175.36 Lam AP,Dean DA. Cyclic stret

49、ch-induced nuclear localization of transcription factors results in increased nuclear targeting of plasmids in alveolar epithelial cells J. J Gene Med,2008,10(6):668-678.37 Lee DY,Lee CI,Lin TE,et al. Role of histone deacetylases in transcription factor regulation and cell cycle modulation in endoth

50、elial cells in response to disturbed flow J. P Natl Acad SciUSA,2012,109(6):1967-1972.38 Seong J,Wang N,Wang YX. Mechanotransduction at focal adhesions:From physiology to cancer development J. J Cell Mol Med,2013,17(5):597-604.39 Donatello S,Babina IS,Hazelwood LD,et al. Lipid raft association restr

51、icts cd44-ezrin interaction and promotion of breast cancer cell migration J. Am J Pathol,2012,181(6):2172-2187.40 Haga JH,Li YSJ,Chien S. Molecular basis of the effects of mechanical stretch on vascular smooth muscle cellsJ. J Biomech,2007,40:947-960.41 Rahimzadeh J,Meng F,Sachs F,et al. Real-time o

52、bservation of flow- induced cytoskeletal stress in living cells J. American Journal of Physiology Cell Physiology,2011,301(3):C646-652.42 Pfaendtner J,Lyman E,Pollard TD,et al. Structure and dynamics of the actin filament J. J Mol Biol,2010,396(2):252-263.43 Lu Y,Chen JJ,Xiao M,et al. An overview of

53、 tubulin inhibitors that interact with the colchicine binding site J. Pharm Res- Dordr,2012,29(11):2943-2971.44 Ahmed AA,Wang XY,Lu Z,et al. Modulating microtubule stability enhances the cytotoxic response of cancer cells to paclitaxel J. Cancer Res,2011,71(17):5806-5817.45 Sonmez M,Ince HY,Yalcin O

54、,et al. The effect of alcohols on red blood cell mechanical properties and membrane fluidity depends on their molecular size J. Plos One,2013,8(9):e76579.46 Reiss K,Cornelsen I,Husmann M,et al. Unsaturated fatty acids drive disintegrin and metalloproteinase (adam)-dependent cell adhesion,proliferati

55、on,and migration by modulating membrane fluidity J. J Biol Chem,2011,286(30):26931-26942.47 Golfetto O,Hinde E,Gratton E. Laurdan fluorescence lifetime discriminates cholesterol content from changes in fluidity in living cell membranes J. Biophys J,2013,104(6):1238-1247.48 Tetali SD,Budamagunta MS,S

56、imion C,et al. Vldl lipolysis products increase vldl fluidity and convert apolipoprotein e4 into a more expanded conformation J. J Lipid Res,2010,51(6):1273-1283.49 Mekahli D,Bultynck G,Parys JB,et al. Endoplasmic-reticulum calcium depletion and disease J. Csh Perspect Biol,2011,3(6):a004317.50 Moli

57、tor TP,Traktman P. Depletion of the protein kinase vrk1 disrupts nuclear envelope morphology and leads to baf retention on mitotic chromosomes J. Mol Biol Cell,2014,25(6):891-903.51 Lu L,Oswald SJ,Ngu H,et al. Mechanical properties of actin stress fibers in living cells J. Biophys J,2008,95(12):6060

58、-6071.52 Deguchi S,Ohashi T,Sato M. Tensile properties of single stress fibers isolated from cultured vascular smooth muscle cells J. J Biomech,2006,39(14):2603-2610.53 Kumar S,Maxwell IZ,Heisterkamp A,et al. Viscoelastic retraction of single living stress fibers and its impact on cell shape,cytoske

59、letal organization,and extracellular matrix mechanics J. Biophys J,2006,90(10):3762-3773.54 Hwang Y,Barakat AI. Dynamics of mechanical signal transmission through prestressed stress fibers J. Plos One,2012,7(4):e35343.55 Hwang Y,Gouget CL,Barakat AI. Mechanisms of cytoskeleton- mediated mechanical s

60、ignal transmission in cells J. Communicative & Integrative Biology,2012,5(6):538-542.56 Reddy AS,Warshaviak DT,Chachisvilis M. Effect of membrane tension on the physical properties of dopc lipid bilayer membrane J. Bba- Biomembranes,2012,1818(9):2271-2281.57 Tabouillot T,Muddana HS,Butler PJ. Endoth

61、elial cell membrane sensitivity to shear stress is lipid domain dependent J. Cell Mol Bioeng,2011,4(2):169-181.58 Grashoff C,Hoffman BD,Brenner MD,et al. Measuring mechanical tension across vinculin reveals regulation of focal adhesion dynamics J. Nature,2010,466(7303):263-U143.59 Borghi N,Sorokina

62、M,Shcherbakova OG,et al. E-cadherin is under constitutive actomyosin-generated tension that is increased at cell-cell contacts upon externally applied stretchJ. P Natl Acad Sci USA,2012,109(31):12568-12573.60 Meng F,Suchyna TM,Sachs F. A fluorescence energy transfer-based mechanical stress sensor fo

63、r specific proteins in situ J. Febs J,2008,275(12):3072-3087.61 Meng FJ,Suchyna TM,Lazakovitch E,et al. Real time fret based detection of mechanical stress in cytoskeletal and extracellular matrix proteins J. Cell Mol Bioeng,2011,4(2):148-159.62 Verma D,Ye NN,Meng FJ,et al. Interplay between cytoskeletalstresses and cell adaptation under chronic flow J. PlosOne,2012,7(9):e44167.