PCR设计引物原则

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1、 引物长度：15-30bp，常用为20bp左右。 引物扩增跨度：以200-500bp为宜，特定条件下可扩增长至10kb的片段。 引物碱基：G+C含量以40-60%为宜，G+C太少扩增效果不佳，G+C过多易出现非特异条带。ATGC最好随机分布，避免5个以上的嘌吟或嘧啶核苷酸的成串排列。 避免引物内部出现二级结构，避免两条引物间互补，特别是3端的互补，否则会形成引物二聚体，产生非特异的扩增条带。 引物3端的碱基，特别是最末及倒数第二个碱基，应严格要求配对，以避免因末端碱基不配对而导致PCR失败。 引物中有或能加上合适的酶切位点，被扩增的靶序列最好有适宜的酶切位点，这对酶切分析或分子克隆很有好处。

2、引物的特异性：引物应与核酸序列数据库的其它序列无明显同源性。引物量：每条引物的浓度0.1lumol或10一100pmol，以最低引物量产生所需要的结果为好，引物浓度偏高会引起错配和非特异性扩增，且可增加引物之间形成二聚体的机会。酶及其浓度目前有两种TaqDNA聚合酶供应，一种是从栖热水生杆菌中提纯的天然酶，另一种为大肠菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反应约需酶量2。5U（指总反应体积为100ul时），浓度过高可引起非特异性扩增，浓度过低则合成产物量减少。dNTP的质量与浓度dNTP的质量与浓度和PCR扩增效率有密切关系,dNTP粉呈颗粒状，如保存不当易变性失去生物学活性。dNTP溶液呈酸

3、性，使用时应配成高浓度后，以1MNaOH或1MTris。HCL的缓冲液将其PH调节到7.0一7.5,小量分装，-20C冰冻保存。多次冻融会使dNTP降解。在PCR反应中，dNTP应为50200umol/L，尤其是注意4种dNTP的浓度要相等（等摩尔配制），如其中任何一种浓度不同于其它几种时（偏高或偏低），就会引起错配。浓度过低又会降低PCR产物的产量。dNTP能与Mg2+结合，使游离的Mg2+浓度降低。模板（靶基因）核酸模板核酸的量与纯化程度，是PCR成败与否的关键环节之一，传统的DNA纯化方法通常采用SDS和蛋白酶K来消化处理标本。SDS的主要功能是：溶解细胞膜上的脂类与蛋白质，因而溶解膜蛋

4、白而破坏细胞膜，并解离细胞中的核蛋白，SDS还能与蛋白质结合而沉淀；蛋白酶K能水解消化蛋白质，特别是与DNA结合的组蛋白，再用有机溶剂酚与氯仿抽提掉蛋白质和其它细胞组份，用乙醇或异丙醇沉淀核酸。提取的核酸即可作为模板用于PCR反应。一般临床检测标本，可采用快速简便的方法溶解细胞，裂解病原体,消化除去染色体的蛋白质使靶基因游离，直接用于PCR扩增。RNA模板提取一般采用异硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。Mg2+浓度Mg2+对PCR扩增的特异性和产量有显著的影响，在一般的PCR反应中，各种dNTP浓度为200umol/L时，Mg2+浓度为1.5一2.0mmol/L为宜。Mg2+浓

5、度过高，反应特异性降低，出现非特异扩增，浓度过低会降低TaqDNA聚合酶的活性，使反应产物减少。引物长度般引物长度为1830碱基。总的说来，决定引物退火温度（Tm值）最重要的因素就是引物的长度。有以下公式可以用于粗略计算引物的退火温度。在引物长度小于20bp时：4（G+C）+2（A+T）-5C在引物长度大于20bp时：62.3C+0.41C（%G-C）-500/length-5C另外有许多软件也可以对退火温度进行计算，其计算原理会各有不同，因此有时计算出的数值可能会有少量差距。为了优化PCR反应，使用确保退火温度不低于54C的最短的引物可获得最好的效率和特异性。总的说来，每增加个核苷酸引物特异

6、性提高4倍，这样，大多数应用的最短引物长度为18个核苷酸。引物长度的上限并不很重要，主要与反应效率有关。由于熵的原因，引物越长，它退火结合到靶DNA上形成供DNA聚合酶结合的稳定双链模板的速率越小。 GC含量一般引物序列中G+C含量一般为40%60%，一对引物的GC含量和Tm值应该协调。若是引物存在严重的GC倾向或AT倾向则可以在引物5端加适量的A、T或G、C尾巴。退火温度退火温度需要比解链温度低5C,如果引物碱基数较少，可以适当提高退火温度，这样可以使PCR的特异性增加；如果碱基数较多，那么可以适当减低退火温度，是DNA双链结合。一对引物的退火温度相差46C不会影响PCR的产率，但是理想情况

7、下一对引物的退火温度是一样的，可以在55C-75C间变化。 避免扩增模板的二级结构区域选择扩增片段时最好避开模板的二级结构区域。用有关计算机软件可以预测估计目的片段的稳定二级结构，有助于选择模板。实验表明，待扩区域自由能()小于58.6lkJ/mol时，扩增往往不能成功。若不能避开这一区域时，用7-deaza-2-脱氧GTP取代dGTP对扩增的成功是有帮助的。与靶DNA的错配当被扩增的靶DNA序列较大的时候，一个引物就有可能与靶DNA的多个地方结合，造成结果中有多个条带出现。这个时候有必要先使用BLAST软件进行检测，网址：http:/www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/。选

8、择Aligntwosequences(bl2seq)，如下图。BLAST的使用方法也十分简单，如下图所示。将引物序列粘贴到1区，将靶DNA序列粘贴到2区，这两者可以互换的，并且BLAST会计算互补、反义链等多种可能，所以不需要用户注意两条链是否都是有义链。如果知道序列在数据库中的GI号也可以直接输入GI号，这样就不用粘贴一大段的序列了。最后在3处点击Align就可以查看引物在靶DNA中是否有多个同源位点了。可是使用BLAST还是有其不方便的地方。因为它一次只能比较两条序列，那么一对引物就需要分开进行比对。如果存在错配，还需要自己计算由于错配形成的片段长度有多大。在下一篇中将介绍一个软件，可以直

9、接将靶DNA和引物输入对产物片段进行预测。引物末端引物3端是延伸开始的地方，因此要防止错配就从这里开始3端不应超过3个连续的G或C，因这样会使引物在G+C富集序列区错误引发。3端也不能有形成任何二级结构可能，除在特殊的PCR(AS-PCR)反应中，引物3端不能发生错配。如扩增编码区域，引物3端不要终止于密码子的第3位，因密码子的第3位易发生简并，会影响扩增特异性与效率。 引物的二级结构引物自身不应存在互补序列，否则引物自身会折叠成发夹状结构，这种二级结构会因空间位阻而影响引物与模板的复性结合。若用人工判断，引物自身连续互补碱基不能大于3bp。两引物之间不应该存在互补性，尤应避免3端的互补重叠以

10、防引物二聚体的形成。一般情况下，一对引物间不应多于4个连续碱基的同源性或互补性。 为了下一步操作而产生的不完全匹配5端对扩增特异性影响不大，因此，可以被修饰而不影响扩增的特异性。引物5端修饰包括：加酶切位点；标记生物素、荧光、地高辛、Eu3+等；引入蛋白质结合DNA序列；引入突变位点、插入与缺失突变序列和引入一启动子序列等。额外的碱基或多或少会影响扩增的效率，还加大引物二聚体形成的几率，但是为了下一步的操作就要作出适当的“牺牲”。很多时候PCR只是初步克隆，之后我们还需要将目的片段亚克隆到各种载体上，那么就需要在PCR这个步骤为下一步的操作设计额外的碱基。以下总结一些为了亚克隆所要设计的序列。

11、a添加限制性内切酶酶切位点添加酶切位点是将PCR产物进行亚克隆使用得最多的手段。-般酶切位点是六个碱基，另外在酶切位点的5端还需要加2一3个保护碱基。但是不同的酶需要的保护碱基数目是不相同的，例如：Sall不需要保护碱基，EcoRV需要1个,NotI需要2个,HindIII3个。其中，在原核表达设计引物时还有一些小技巧，大家可以参考：原核表达之实验前的分析。里面一些规则是所有表达都通用的。有一种做法是在进行PCR反应的同时进行酶切，这样就需要注意一些内切酶在PCR反应中的酶切反应率，见附录。不过这种方法虽然方便但并不推荐。有时候，就是把PCR产物回收后酶切再与载体连接效果都不尽理想，同步进行会

12、使出现问题的原因变得更加复杂。一旦出现问题，分析起来更麻烦。bLIC添加尾巴LIC的全称是Ligation-Independentcloning，它是Navogen公司专门为其部分的pET载体而发明的一种克隆方法。用LIC法制备的pET载体有不互补的12-15碱基单链粘端，与目的插入片段上相应粘端互补。扩增目的插入片段的引物5序列要与LIC载体互补。T4DNA聚合酶的35外切活性经短时间即可在插入片段上形成单链粘端。由于只能由制备好的插入片段和载体互相退火形成产物，这种方法非常快速高效，而且为定向克隆。c定向TA克隆添加尾巴在T载体刚出的时候大家都拍手称赞，真是方便，哪个小子脑子这么聪明想出来

13、的。但是后来人们发现TA克隆无法将片段定向克隆到载体中，所以后来Invitrogen推出了可以定向克隆的载体，它的一端含有四个突出的碱基GTGG。因此在PCR引物设计时也要相应的加上与之互补的序列，这样片段就可以“有方向”了。dIn-Fusion克隆方法这项技术是Clontech还属于BD的时候推出的，2004年在生物通可着实风光了一把，不但当选年度创新试剂还被大家投票为最受大家欢迎的试剂。此技术就其步骤来说是及其方便的，不需连接酶，不需长时间的反应。只要在设计引物的时候引入一段线性化载体两端的序列，然后将PCR产物和线性化的载体加入到含有BSA的In-Fusion酶溶液中，在室温下放置半个小

14、时就可以进行转化了。这种方法特别适合大批量的转化。这里顺便提一下如果有什么技术给大家留下深刻影响，欢迎大家发email推荐给生物通。说不定你的推荐可以让它成为年度之星呢。如果要加入额外的碱基总是或多或少会影响到整个PCR反应，比如在加入NotI的酶切位点后整个引物的退火温度就会直线上升（它识别的是8个碱基，且全为GC），这样使另外一个引物的设计变得十分困难，因为一对引物间退火温度相差不宜太远。因此上面提到许多设计原则在实际应用中往往难以做到都符合。在碰到这些情况的时候，我们只能秉着“实践是检验真理的唯一标准”这一原则，要试一试才能知道能否行得通了。（生物通谢菲）资料31、引物设计细心地进行引物

15、设计是PCR中最重要的一步理想的引物对只同目的序列两侧的单一序列而非其他序列退火。设计糟糕的引物可能会同扩增其他的非目的序列。下面的指导描述了一个可以增加特异性的引物所具有的令人满意的特点：1. 典型的引物18到24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。2. 选择GC含量为40%到60%或GC含量映像模板GC含量的引物。3. 设计5端和中间区为G或C的引物。这会增加引物的稳定性和引物同目的序列杂交的稳定性。4. 避免

16、引物对3末端存在互补序列，这会形成引物二聚体，抑制扩增。5. 避免3末端富含GC。设计引物时保证在最后5个核苷中含有3个A或T避免3末端的错误配对。3端核苷需要同模板退火以供聚合酶催化延伸。6. 避免存在可能会产生内部二级结构的序列，这会破坏引物退火稳定性。目的序列上并不存在的附加序列，如限制位点和启动子序列，可以加入到引物5端而不影响特异性。当计算引物Tm值时并不包括这些序列-但是应该对其进行互补性和内部级结构的检测。有时候，对于引物设计仅了解有限的序列信息。比如，如果仅知道氨基酸序列，可以设计兼并引物。兼并引物是指代表编码单个氨基酸所有不同碱基可能性的不同序列的混合物。为了增加特异性，可以

17、参考密码子使用表，根据不同生物的碱基使用偏好，减少兼并性。次黄嘌呤可以同所有的碱基配对，降低引物的退火温度。不要在引物的3端使用兼并碱基，因为3端最后3个碱基的退火足以在错误位点起始PCR。使用较高的引物浓度（1mM到3MM）因为许多兼并混合物中的引物不是特异性针对目的模板。2、引物退火温度引物的另一个重要参数是熔解温度（Tm）。这是当50%的引物和互补序列表现为双链DNA分子时的温度。Tm对于设定PCR退火温度是必需的。在理想状态下，退火温度足够低，以保证引物同目的序列有效退火，同时还要足够高，以减少非特异性结合。合理的退火温度从55C到70C。退火温度一般设定比引物的Tm低5CO设定Tm有

18、几种公式。表4列出确定引物Tm最常用的两种方法。第一个公式来源于高盐溶液中的杂交，适用于小于18碱基的引物。第二个公式根据GC含量估算Tm。确定引物Tm最可信的方法是近邻分析法。这种方法从序列一级结构和相邻碱基的特性预测引物的杂交稳定性。大部分计算机程序使用近邻分析法。根据所使用的公式及引物序列的不同，Tm会差异很大。因为大部分公式提供一个估算的Tm值，所有退火温度只是一个起始点。可以通过分析几个逐步提高退火温度的反应以提高特异性。开始低于估算的Tm5C，以2C为增量，逐步提高退火温度。较高的退火温度会减少引物二聚体和非特异性产物的形成。为获得最佳结果，两个引物应具有近似的Tm值。引物对的Tm

19、差异如果超过5C，就会引物在循环中使用较低的退火温度而表现出明显的错误起始。如果两个引物Tm不同，将退火温度设定为比最低的Tm低5CO或者为了提高特异性,可以在根据较高Tm设计的退火温度先进行5个循环，然后在根据较低Tm设计的退火温度进行剩余的循环。这使得在较为严紧的条件下可以获得目的模板的部分拷贝。3、递减PCR递减PCR通过在PCR的前几个循环使用严紧的退火条件提高特异性。百环开在比估算的Tm高大约5C的退火温度下开始，然后每个循环降低1C到2C，直到退火温度低于Tm5C。只有同同源性最高的目的模板会被扩增。这些产物在随后的循环中继续扩增，并会将扩增的非特异性产物排挤出去。递减PCR对于那

20、些不了解引物和目的模板同源性程度的方法较为有用，如AFLPDNA指纹分析。4、引物浓度引物的浓度会影响特异性。最佳的引物浓度一般在0.1到05“M。较高的引物浓度会导致非特异性产物扩增。为了确定引物浓度，可以在260nm（OD260）测量光密度值。然后使用光吸收值和微摩消光系数的倒数（nmol/OD），通过Beers法则（公式1）计算引物浓度。微摩消光系数可以使用公式2计算。与大分子双链DNA可以使用平均消光系数不同，确定引物的精确浓度必须使用计算的消光系数。这是因为引物较短，碱基组成差异很大。在Gibco/BRL定制引物的质检报告中包含了消光系数（OD/“mol）和消光系数的倒数（“mol/

21、OD）。另外，不要使用寡聚核苷酸作为标准，在EB染色的胶上估算引物浓度，因为引物和标准的染色能力根据序列不同而差异很大。5、引物纯度和稳定性定制引物的标准纯度对于大多数PCR应用是足够的。因脱盐而除去的苯甲酰基和异丁酰基很少，因此不会干扰PCR。部分应用需要纯化，以除去在合成过程中的任何非全长序列。这些截断序列的产生是因为DNA合成化学的效率不是100%。这是个循环过程，在每个碱基加入时使用重复化学反应，使DNA从3到5合成。在任何一个循环都可能失败。较长的引物，尤其是大于50个碱基，截断序列的比例很大，可能需要纯化。引物产量受合成化学的效率及纯化方法的影响。LifeTechnologies以

22、一个最小OD单位确保总寡核苷的产量。定制引物以干粉形式运输。最好在TE重溶引物，使其最终浓度为100“M。TE比去离子水好，因为水的pH经常偏酸，会引起寡核苷的水解。引物的稳定性依赖于储存条件。应将干粉和溶解的引物储存在-20C。以大于10“M浓度溶于TE的引物在-20C可以稳定保存6个月，但在室温（15C到30C）仅能保存不到1周。干粉引物可以在-20C保存至少1年，在室温（15C到30C）最多可以保存2个月。6、热启动热启动PCR是除了好的引物设计之外，提高PCR特异性最重要的方法之一。尽管TaqDNA聚合酶的最佳延伸温度在72C，聚合酶在室温仍然有活性。因此，在进行PCR反应配制过程中，

23、以及在热循环刚开始，保温温度低于退火温度时会产生非特异性的产物。这些非特异性产物一旦形成，就会被有效扩增。在用于引物设计的位点因为遗传元件的定位而受限时，如site-directed突变、表达克隆或用于DNA工程的遗传元件的构建和操作，热启动PCR尤为有效。限制TaqDNA聚合酶活性的常用方法是在冰上配制PCR反应液，并将其置于预热的PCR仪。这种方法简单便宜，但并不能完成抑制酶的活性，因此并不能完全消除非特异性产物的扩增。热启动通过抑制一种基本成分延迟DNA合成，直到PCR仪达到变性温度。包括延缓加入TaqDNA聚合酶在内的大部分手工热启动方法十分烦琐，尤其是对高通量应用。其他的热启动方法使

24、用蜡防护层将一种基本成分，入镁离子或酶，包裹起来，或者将反应成分，如模板和缓冲液，物理地隔离开。在热循环时，因蜡熔化而把各种成分释放出来并混合在一起。象手动热启动方法一样，蜡防护层法比较烦琐，易于污染，不适用于于高通量应用。PlatinumDNA聚合酶对于自动热启动PCR来说方便高效。PlatinumTaqDNA聚合酶的成分为复合有抗TaqDNA聚合酶单克隆抗体的重组TaqDNA聚合酶。抗体在PCR配制，以至于在室温的延时保温过程中抑制酶的活性。TaqDNA聚合酶在变性步骤的94C保温过程中被释放到反应中，恢复了完全的聚合酶活性。同经化学修饰用于热启动的TaqDNA聚合酶相比，Platinum

25、酶不需要在94C延时保温（10到15分钟）以激活聚合酶。使用PlatinumTaqDNA聚合酶，在94C进行2分钟就可以恢复90%的TaqDNA聚合酶活性。7、镁离子浓度镁离子影响PCR的多个方面，如DNA聚合酶的活性，这会影响产量；再如引物退火，这会影响特异性。dNTP和模板同镁离子结合，降低了酶活性所需要的游离镁离子的量。最佳的镁离子浓度对于不同的引物对和模板都不同，但是包含200“MdNTP的典型PCR起始浓度是1.5mM（注意：对实时定量PCR，使用3到5mM带有荧光探针的镁离子溶液）。较高的游离镁离子浓度可以增加产量，但也会增加非特异性扩增，降低忠实性。为了确定最佳浓度，从1mM到3

26、mM,以0.5mM递增，进行镁离子滴定。为减少对镁离子优化的依赖，可以使用PlatinumTaqDNA聚合酶。PlatinumTaqDNA聚合酶能够在比TaqDNA聚合酶更广的镁离子浓度范围内保持功能，因此仅需较少的优化.8、促进PCR的添加剂退火温度，引物设计和镁离子浓度的优化足以对大多数模板进行高特异性的扩增，但是，某些模板，包括高GC含量的模板，需要其他的措施。影响DNA熔解温度的添加剂提供了提高产物特异性和产量的另外一种方法。为获得最好的结果需要模板的完全变性。另外，二级结构会阻止引物结合和酶的延伸oPCR添加剂，包括甲酰胺，DMS0,甘油，甜菜碱以及PCRxEnhancerSolut

27、ion可以增强扩增。它们可能的机理是降低熔解温度，从而有助于引物退火并辅助DNA聚合酶延伸通过二级结构区。PCRxSolution还有其他优点。在同PlatinumTaqDNA聚合酶和PlatinumPfxDNA聚合酶一起使用时，仅需很少的镁离子优化。这样，将Platinum技术同添加剂结合，增强了特异性，同时减少了第三种方法镁离子优化的依赖。为获得最佳结果，应优化添加剂的浓度，尤其是会抑制TaqDNA聚合酶的DMSO，甲酰胺和甘油。增加PCR特异性（五）9、巢式PCR使用巢式引物进行连续多轮扩增可以提高特异性和灵敏度。第一轮是15到20个循环的标准扩增。将一小部分起始扩增产物稀释100到10

28、00倍加入到第二轮扩增中进行15到20个循环。或者，也可以通过凝胶纯化将起始扩增产物进行大小选择。在第二轮扩增中使用一套巢式引物，其可以同第一套引物内侧的靶序列结合。巢式PCR的使用降低了扩增多个靶位点的可能性，因为同两套引物都互补的靶序列很少。而使用同样的引物对进行总数相同的循环（30到40）会扩增非特异性靶位点。巢式PCR可以增加有限量靶序列（如稀有mRNA）的灵敏度J且提高聋难PCR（如5RACE）的特异性增加PCR的特异性：h. primersdesign这是最重要的一步。理想的，只同目的序列两侧的单一序列而非其他序列退火的引物要符合下面的一些条件：a.足够长,18-24bp,以保证特

29、异性当然不是说越长越好,太长的引物同样会降低特异性,并且降低产量GC%40%60%c.5端和中间序列要多GC,以增加稳定性避免3端GCrich,最后3个BASE不要有GC,或者最后5个有3个不要是GC避免3端的互补,否则容易造成DIMERf.避免3端的错配g.避免内部形成二级结构附加序列（RTsite.Promotersequence）加到5端，在算Tm值时不算，但在检测互补和二级结构是要加上它们使用兼并引物时,要参考密码子使用表,注意生物的偏好性,不要在3端使用兼并引物,并使用较高的引物浓度（1uM-3uM）最好学会使用一种designsoftware.PP5,Oligo6,DNAstar,

30、VectorNTI,Onlinedesginetal.*引物的另一个重要参数是熔解温度（Tm）o这是当50%的引物和互补序列表现为双链DNA分子时的温度.Tm对于设定PCR退火温度是必需的。在理想状态下，退火温度足够低，以保证引物同目的序列有效退火，同时还要足够高，以减少非特异性结合。合理的退火温度从55C到70Co退火温度一般设定比引物的Tm低5C。设定Tm有几种公式。有的是来源于高盐溶液中的杂交，适用于小于18碱基的引物。有的是根据GC含量估算Tm。确定引物Tm最可信的方法是近邻分析法。这种方法从序列一级结构和相邻碱基的特性预测引物的杂交稳定性。大部分计算机程序使用近邻分析法。根据所使用的

31、公式及引物序列的不同，Tm会差异很大。因为大部分公式提供一个估算的Tm值，所有退火温度只是一个起始点。可以通过分析几个逐步提高退火温度的反应以提高特异性。开始低于估算的Tm5C,以2C为增量，逐步提高退火温度。较高的退火温度会减少引物二聚体和非特异性产物的形成。为获得最佳结果，两个引物应具有近似的Tm值。引物对的Tm差异如果超过5C,就会引物在循环中使用较低的退火温度而表现出明显的错误起始。如果两个引物Tm不同，将退火温度设定为比最低的Tm低5C或者为了提高特异性，可以在根据较高Tm设计的退火温度先进行5个循环，然后在根据较低Tm设计的退火温度进行剩余的循环。这使得在较为严紧的条件下可以获得目

32、的模板的部分拷贝。stabilityofprimers定制引物的标准纯度对于大多数PCR应用是足够的。引物产量受合成化学的效率及纯化方法的影响。定制引物以干粉形式运输。最好在TE重溶引物，使其最终浓度为100mMoTE比去离子水好，因为水的pH经常偏酸，会引起寡核苷的水解。引物的稳定性依赖于储存条件。应将干粉和溶解的引物储存在-20CO以大于10“M浓度溶于TE的引物在-20C可以稳定保存6个月，但在室温（15C到30C）仅能保存不到1周。干粉引物可以在20U保存至少1年，在室温（15C到30U）最多可以保存2个月。optimizereactantsconcentrationmagnesiom

33、ionsMg离子的作用主要是dNTP-Mg与核酸骨架相互作用并能影响Polymerase的活性，一般的情况下Mg的浓度在0.5-5mM之间调整，同样要记住的是在调整了dNTPs的浓度后要相应的调整Mg离子的浓度，对实时定量PCR，使用3到5mM带有荧光探针的镁离子溶液其他的离子NH4+K+都会影响PCR，增加K+的浓度后，会因为中和了核酸骨架上磷酸基团的负电荷而影响退火的温度，从而降低了PCR的严谨性（stringency），NH4+也有相同的作用MBI公司的TAQ酶就提供了两种BUFFER,种是加Mg的一种是已经混合了（NH4）2S04的，当然，过高的阳离子浓度（KCL0.2M）时，DNA在

34、94度根本不会发生变性，当然也就无从谈起PCR了.polymerase不同公司的酶效有所不同，需要operator自己掌握适合的酶的浓度，一些高保真没的效率要远远低于Taqpolymerase，所以可能需要的酶的量也要大些.另外，般的情况下，变性的温度可以使用9092度，变性的时间也可以缩短，从而保证polymerase的活性template50ulPCRSYSTEMhumangDNA0.1ug-1ugE.Coli10ng-100ngLamadaDNA0.5ng-5ngPlasmidDNA0.1ng-10ngtermperaturedenaturation常规是94度5分钟，GCRich的摸板

35、是95度5分钟除了GCRich外，常规的APPLICATIONS可以将这部分时间缩短到1到2分钟，或者在CYCLE1时给予较长的时间，而取消开始的denaturationannealing重点到了：一般情况下，是从55度开始根据情况配合以Mg离子浓度进行调整.有条件的可以做gradientpcr.退火的时间在30-60S,时间短一些可以得到更好的效果.因为,polymerase在annealingtemp时也会有一些活性.所以在A.T.的时间过长，会极大的增加非特异性扩增的风险，另外，在对于一些困难户，比如从gDNA里扩增大片段，还可使用twostepPCR.1. touchdownPCR原理

36、很简单,但的确是一个很有用的方法。举个例子ANNEALINGTEMP.55度945min9430s6030s721min2cycles9430s5930s721min2cycles9430s5830s721min2cycles9430s5130s721min2cycles9430s5030s721min20cycles725minhotstartPCR热启动PCR是除了好的引物设计之外，提高PCR特异性最重要的方法之一。尽管TaqDNA聚合酶的最佳延伸温度在72C，聚合酶在室温仍然有活性。因此，在进行PCR反应配制过程中，以及在热循环刚开始，保温温度低于退火温度时会产生非特异性的产物。这些非特

37、异性产物一旦形成，就会被有效扩增。在用于引物设计的位点因为遗传元件的定位而受限时，如site-directed突变、表达克隆或用于DNA工程的遗传元件的构建和操作，热启动PCR尤为有效。限制TaqDNA聚合酶活性的常用方法是在冰上配制PCR反应液，并将其置于预热的PCR仪。这种方法简单便宜，但并不能完成抑制酶的活性，因此并不能完全消除非特异性产物的扩增。热启动通过抑制一种基本成分延迟DNA合成，直到PCR仪达到变性温度。包括延缓加入TaqDNA聚合酶，在反应体系达到90度时，PAUSE，将温度保持在70度以上，手工加入polymerase，但这个方法过于烦琐，尤其是对高通量应用，并容易造成污染

38、。其他的热启动方法使用蜡防护层将一种基本成分，入镁离子或酶，包裹起来，或者将反应成分，如模板和缓冲液，物理地隔离开。在热循环时，因蜡熔化而把各种成分释放出来并混合在一起。有很多公司提供这样的酶。ampliwaxPCRGems(PerkinElmer)TaqBeadHotStartPolymerase(Promega)Magnesiumwaxbeads(Stratagene).象手动热启动方法一样，蜡防护层法比较烦琐，易于污染，不适用于于高通量应用。还有一种方法是使用inactiveDNAPolymerase.polymerase被抗体抑制失活，当变性温度超过70度时，抗体也变性了，这样poly

39、merase又被激活了。BoosterPCR我们知道1ughumangenomicDNA大约在3X105幂个模板分子,这样的模板分子数目可以是引物与模板很好的结合.当模板的浓度过低,比如低于100个分子时,引物和模板之间就很难发生反应.引物容易自身进行反应形成二聚体.这样就有来了个boosterPCR我一直找不到合适的词来翻译这个booster.2. 具体是这样的.开始几个cycles保持primer的低浓度,保证primer:template的molarratio在10710&以确保开始扩增的准确性然后boostePrimer的浓度到正常的水平循环数和长度确定循环数的基本原理是:产物能够保证

40、你进一步分析操作的最小循环数.因为过多的循环数容易造成ERRORS和非特异性产物的积累产物的量不够，优化的方法有：1. 增加TEMPLATE增加循环数如何确定循环数，有一个方法.3. 做一个PCR体系,40循环,50ul,分别在20,25,30,35循环时从体系中取5ul,一起跑电泳分析.从而确定最佳的循环数另一个会影响PCR特异性的是PCRcycling时在两个温度间变化的速率(rampingrate).当然是越高越好不过咱们大部分条件有限，就那么几台PCR仪，也没有多少挑选的余地thermalcyclerPCR仪的因素我们经常容易忽视长时间的使用后需要调整PCR仪以保证其能够到达正确的温度

41、现在的PCR仪基本上都有自检功能(self-diagnosis).4. PCRadditives附加物或者说enhancer实在是多种多样.基本上包括几类，能够增加反应退火效率的化学因子，DNA结合蛋白和一些商业试剂.基本的原理不外是增加引物退火特异性，减少错配,增加产物的长度和产量.在GCRich情况中,additive可以造成配对碱基间的的不稳定,从而提高扩增的效率.而在另一种情况下,additive由于造成错配的primer-template复合物的极大的不稳定，而提高了扩增的忠实性.要注意的是,没有万能的enhancer全部通用,需要你根据自己的情况,最好结合gradientper选择

42、最优条件.5. dimethylsulfoxide(DMSO)upto10%formamideat5%trimethylammoniumchloride10-100uMdetergentssuchasTween200.1-2.5%polyethyleneglycol(PEG)60005-15%glycerol10-15%singlestrandedDNAbindingproteinsGene32protein1nME.colisingle-strandedDNAbindingprotein5uM7deaza-dGTP(forGCrich)150uMwith50uMdGTPTaqExtender

43、(stratagene)PerfectMatchPCREnhancer(stratagene)Q-solution(Qiagen)要注意的是,DMS0,GLYCER0L等会抑制polymerase的活性，所以需要scouting出最适的浓度TemplateDNApreparation提取DNA时的试剂会抑制PCR反应的顺利进行.因此需要对TEMPLATEDNA进行纯化.特别是SDS(0.01%)的情况下就能强烈抑制PCR的进行.可以加入一些nonionic试剂，如Tween,Nonid,Trition之类的反过来抑制SDS.还有proteinaseK也要除干净,不然会降解polymerase.6. NestedPCR简单点说设计两对引物,一对是长的,一对是包含在长引物内的,用长引物扩增的产物作为第二次扩增的模板,这样可以增加产物的量.而且可以减少非特异性带和错配的情况.